電気泳動

電気泳動ってものに触ったことありません。
蛋白やDNAを分離するのに使うらしいのですが
どういう目的で使うのか知りません。
おしえてちょ！

>1
>蛋白やDNAを分離するのに使うらしい

わかってんじゃないの。

よって、終了。

そうか、おれってわかってんだ。
こんなスレ立てる必要ないじゃん。
いや、ちょいまて。

ほんとにわかっているのか？（自問自答）
わかってないな。

ノウザンとかサザンとか
どんなゲルを使うとか
泳動時間は？
検出にUVや蛍光、抗体やRIを使う原理が
わからないですよ。

>1
>ノウザンとかサザンとか
>どんなゲルを使うとか
>泳動時間は？
>検出にUVや蛍光、抗体やRIを使う原理が
>わからないですよ。

いろんな名前や条件を知ってて十分詳しいじゃねーか。よって終了。

僕は実験を始めた頃、教科書と実験のギャップに戸惑いましたが、
たぶん実際に実験をしている人の中にはそういう人が
多いと思います。　たぶん１さんもそういう方では・・・。
ということで、現場に携わっている人の知識を以下に書きます。
まちがってたら、適当に補足してもらえると嬉しいです。

一般に、核酸はアクリルアミドゲルかアガロースゲルを使います。
タンパク質はアクリルアミドゲルを使います。

核酸
DNAを扱う場合は、通常はアガロースゲルを利用します。
バッファーは中性で変性剤を含まないのが普通で、
ＴＢＥ（Tris、ホウ酸、EDTA）や、ＴＡＥ（Tris、酢酸、EDTA）
と呼ばれるバッファーが用いられます。
Trisとホウ酸や酢酸の分量比によって、pHを変える事ができますが、
通常は7.5〜8ぐらいです。核酸はアルカリよりの方が溶解度が
高いそうです。EDTAは、DNAを分解する酵素がMg2+を要求するので、
Mg2+をキレートして、万一分解酵素が混入していてもその活性を
阻害する目的でいれていると思われます。
泳動の際には、DNAのサイズを確認するために、比較対照になる
長さの決まったDNAをマーカーとして別のレーンに流します。
ラムダファージのDNAをHindIIIで切ったものなどが使われたり、
市販のマーカーを使う人も多くいます。

泳動の際、電圧は100Ｖが普通で、ゲルの濃度と目的のDNAの
サイズによって変わりますが30分〜1時間程度の泳動が普通だと思います。
泳動後、ゲルをEt-Br（エチブロ・エチジウムブロマイド）の溶液に
浸し、DNAの二本鎖にEt-Brをインターカレートさせ、これにUVを
照射すると、赤く光ります。泳動結果は、通常はCCDカメラで撮影、
あるいはポラロイドで撮影して保存します。
泳動の際に、予めゲルにEt-Brを混ぜておく人もいます。
この場合、泳動後に染色するという手間が省けます。
しかし、お互いにそういう方法をとっていることを認識しないと
Et-Br汚染につながるかもしれないので注意が必要です。
Et-Brは癌を引き起こす薬品として知られています。

サザンをするときは、アガロースゲルにDNAを流して、
変性条件でメンブレンに転写させ、そのメンブレンにプローブをあてます。
プローブは、目的の配列のDNAを予めRIやHRPで標識しておきます。
もちろん、DNAを一本鎖にしておかなければ相補的な結合がおきません。
RIは通常32Pを使います。Ｘ線フィルムに感光させます。
HRPはペルオキシダーゼですが、適当な条件で化学反応の際に光が
でます。その光をＸ線フィルムに感光させるという方法です。

RNAを流したいときには、少々DNAと異なります。
通常一本鎖のRNAは、分子間、及び分子内で相補的な塩基対が
関連しあうという性質があるので、通常は変性条件で泳動します。
後はサザンとだいたい一緒と考えていて良いと思います。

アクリルアミドゲルの方が分解能が高いので、
とくに、泳動して確認したい核酸の分子量が小さい場合には
アクリルアミドゲルが有効です。

徹夜実験で疲れてるので、おわり。

どうも有難うございます。
よ〜くわかりましたが
一部わからないところもあるので
大学の図書館へいってまいります。

最近アメリカでもmupidもどきが売っていて、営業が宣伝にくる。
営業にミューピッドと何が違うの？って聞くと
「当社が独自に開発し、その結果３種類の電圧が選べます（和訳）」
と説明してくれた
？と思った。

MupidはStratageneが販売権を得て出してます。
でもここイギリスでは、別の会社がMupidと
して売ってます。漏れが日本からゲルを流し
込むセットを持ち込んでいたら、そこの営業マン
に「なんでミューピッデゥッもってんの」と
不思議がられたので、説教してやった！
世界のMupid！

電気泳動で分子量がわかる原理がわからん？
だいたい分かるってこと、定量的には無理とちゃう？

まぁ〜電気泳動つかったことないのでわからんが
スポットを取り出して、そこからゲルとか不純物を取り出して
UVなんかで濃度測定するのかな？

SDS-PAGEやアガロースゲル電気泳動をやってから
ゲル濾過実験すると、どうして分子量の大きい方が先に出てくるのか
不思議でたまらん。

キャピラリー電気泳動の原理もわからん？
キャピラリーってPCRなんかで使われている
細いチューブのことかな？

>>11
正解

「電気浸透」という言葉自体、謎だ＞キャピラリー電気泳動
理論段数が数十万段って、どうして？

ミューピッド簡易ゲル電気泳動システムは門上氏が開発したそうです＞ http://isweb6.infoseek.co.jp/school/kadokami/J.gelmate.htm

優秀なヒトだったのですが、いろいろあってまだ博士は獲れていないんではないかと思われます。

1. Y. Kadokami and R. V. Lewis, Reverse electrophoresis to concentrate DNA fractions Anal. Biochem. 226 : 193-195(1995)

２. Y. Kadokami and R. V. Lewis, instant Vacublotting of DNA and RNA Biotechniqus 18 : 79-80(1992)

http://isweb6.infoseek.co.jp/school/kadokami/products.htm

製品化したもの（分子生物学技術の装置あるいはキット）

下記商品の問い合わせはメールでお願い致します。

1) （株）コスモバイオ（旧丸善石油）　電気泳動装置「ミューピッド」(1983)
簡易型電気泳動装置：従来の高価な泳動装置を電源部の簡易化を実現し、泳動槽との一体化により簡易で安価な ものを実現した。現在では商品名が装置を代弁できるまで普及している。

2) J. T. Baker Inc. ScreenMax Plasmid Mini-Prep Kit (1994)
分子生物学で頻繁に分離されるプラスミドDNAを短時間で分離精製するキット。

3) AMRESCO Inc. The Primer and Cover oil Removal System (P.C.R)（1995）
PCR法の精製産物に混入してくるミネラルオイルを簡単に取り除くためのキット。

4) AMRESCO Inc. CleanSweap DNA Clean-up Kit（1995）
PCR法の精製産物を簡単に濃縮、精製するキット。

5) AMRESCO Inc. PlasmidFast Pruification Kit（1995）
プラスミドDNAを短時間で分離精製するキット。

6) AMRESCO Inc. Rapid RNA Purification Kit（1995）
RNAを短時間で精製するキット。

7) AMRESCO Inc. Rapid mRNA Purification Kit（1995）
RNAのうちmRNAを精度よく分離するキット。

8) AMRESCO Inc. RapidGene DNA Purification Kit（1995）
ゲノムDNAを高分子のまま短時間で精製するキット。

9) 東洋紡　電気泳動装置「ゲルメイト」(1998)
電気泳動装置を現代の用途に合わせて開発し直したもの。特に安全性に優れている。

10) 東洋紡／アルプス電気　巨大DNA分子の分離装置(クレイドル)
染色体レベルの大きさのDNAを簡単な原理で分離するための装置
（開発中、2001年製品化予定）

11) エイトファーム　「ハイタン21」
　バクテリアを木炭に吸着した強力消臭剤（テスト販売中）

12）エイトファーム　「炭化綿」
　地域にて試作中。布団販売、回収および炭焼き屋さんで興味のある方はご一報ください。

>>7
mupidって35 50 100 135ぐらいで最低4種類選べなかったっけ？

>>16
50と100の2段階じゃないですか？
そして隣のスイッチを押すと泳動方向が逆になる。

うちは前段にスライダック入れてるので無段階調節です。

>>16 なるほど〜、これがi-MupidJか。コスモバイオＨＰではじめてみた。
あと、URLに半角ｶﾅ使ってるのもすごい。

>>17
そして蓋を閉めると電源が入る。

Mupid-Sってのが出たのね。

ミューピッ度のふたがどーむ状のやつ、すごく曇ってどこまで流れたか見えなくなる。
蓋だけ買い換えた。

>>22
オプションで曇り止めついてこなかった？
俺使ってないけど。

ワイパー付き？

ファン付き？

メガネに塗布するようなやつ。

http://www.advance.jp/mupid/
見てこい
Sは凄いな。i-mupidが無くなってるな。

>>22-23のオプションはただの曇止め(眼鏡用?)

ファン付きはtoyoboだったかな？ゲルメイト。

おれ東洋紡のファン付き使ってるけど
激しく曇る上に激しくバッファーの減りが早い。
昔のミューピッドが良かった。

>27
見た見た。
なんだあれ？蓋がゲルにくっついてる？
それなら曇りようがないな。
ありそうでなかったタイプだな。

mupidのHPが出来てたみたい。

http://www.mupid.com/

なんかすげーｶｺｲｲぞ
黄色いMupid-Scopeに萌え

http://go.iclub.to/ddiooc/
　　　　　
　　　　　i/j/ez/対応です

お役立ちリンク集
必ず役立ちます

　サイト管理者お役立ち集
　　　　1日4000ＨＩＴ以上
↓
http://kado7.ug.to/wowo/
　　　　　　
　　　　　i/j/ez/対応
　　　　
　　　コギャルとＨ出来るサイトはここ
ヌキヌキ部屋へ直行便

　　　　　　　　　↓
　　 http://kado7.ug.to/wowo/-a.htm
　　　　
　　　　　　　i/j/ez/対応

コストパフォーマンスに優れたアガロースを教えてください。
おながいします。

>32
プレキャストですか？

寒天がいい

マロニーがいい

　　　| ＼
　　　|Д｀)　　　　ﾀﾞﾚﾓｲﾅｲ…ｵﾄﾞﾙﾅﾗ ｲﾏﾉｳﾁ…
　　　|⊂
　　　|


　　　　　♪　　Å
　　　♪　　　／ ＼　　ﾗﾝﾀ ﾀﾝ
　　　　　　ヽ(´Д｀;)ﾉ 　　ﾗﾝﾀ ﾀﾝ
　　 　 　　　 (　 へ) 　　　ﾗﾝﾀ ﾗﾝﾀ
　 　 　 　 　　く 　　　　　　ﾀﾝ


　　　♪　　　　Å
　　　　　♪　／ ＼　　ﾗﾝﾀ ﾗﾝﾀ
　　　　　　ヽ（;´Д｀）ﾉ　　ﾗﾝﾀ ﾀﾝ
　　 　 　　　 (へ　 ) 　　　ﾗﾝﾀ ﾀﾝﾀ
　 　 　 　 　　　　 >　　　　ﾀﾝ

>>33
粉のがよいです。

ゲル食った方いますか？どんな、味でしたか？

こんなかで日立のコスモアイを使用ている人ている？

＞＞３８
ゲルは食ったことはありませんがアガー使ってコーヒーゼリーを作ってみたことが、あります。
味は・・・・

>39
それまたマイナーな・・・

Mupidでいいじゃんと言ってみるテスト

電気泳動する時、泳動層のバッファーはぬるかったら（使用直後）
さらに別のサンプルを流すとその電気泳動の結果に影響するのでしょうか

>39
自動泳動検出装置は死魔津から今度ｲｲのが出るらしいぜ。
だれか情報求ム！

電圧が違うと何が違うのですか？
進む距離/時間ですか？

>>44
分子量による移動度も変わりますね。
熱発生量も変わりますね。

>45
ありがとうございます
みじかい断片同士の長さの比較（たとえばマーカーとそうでないもの）などでは100より50ボルトの方がよろしいのでしょうか

>>46
短いなら高くて良い
逆に低すぎると低分子の分離能はおちます。

長いなら低電圧の方が良い。

ありがとうございます。
電圧変化の目安はどの程度でしょうか
1.5〜2.0ｋｂ以下のバンドなのですが
今は100Ｖです

Mupidの電圧設定は何のためにありますか？

漏れも知らない

>>49
ゆっくり昼ごはんを食べに行くため。

>>49
ゆっくり泳動すると分離がいいような気がするときがあるから。
特にゲノムのサザンとか。
そんなことより、電圧をかける方向を切り替えるスイッチって何のためにあるの？
逆方向に泳動してしまったヤツを何人も知っている。

>>52
今自分で考えてみたんだが、電気分解によるイオンの勾配を解消するために、
一回一回流す向きを逆にしたいという神経質な人のためにあるんでない？

いやいや。向きを変えることにより分離を良くするのだよ。

電圧が高いと長いDNA（数10kb）がウェルから入って行きにくい。が
Mupidならそれよりかは熱の発生を抑える時くらいかなあ。ミューピッド
クーラーどこ行ったっけ。

向きの違いは泳動１分後にdyeの行方を確認してればまだ間に合う。

でも電圧下げて泳動時間が長くなったら同じことでは？

>>56
となると食事に行くためという以外の用途はないな。

いえいえ、違いますよみなさん。
DNAの大きさに関わらず分離はよくなるのです。
つーか、バンドがシャープになる。
ゲルの濃度にあった分離のよいサイズってのがありますよね。
その狭い範囲でのみバンドがシャープに見えるのです。
短いDNAなら2-2.5%アガロース使って100Vより50Vの方が
キレイに分離できますよ。

おべんきょうになりました。
ありがと

>>58
たしかに100Ｖで泳動すると小さいのはシャープじゃない。

>58
そか、電圧が高いと速く流れてシャープじゃなくなるのか。
納得。

かといってゲノムとか高電圧でながすとビローンってなるぞ

低分子を20V/30cmとかでながしてもダラーンってなるぞ

Mupidに詳しい奴、結論を！

>>62
20V/30cm......Mupidじゃないな。

50Vで冷やしながらやるとシャープになるよ

クーラーなくってもMupid-Sってのが簡単にできると思う
蓋の凹みに水入れればいいんだってさ

でもミニゲルしか使えないんだよね

(´Д｀)

日本電気泳動学会ってのはこういう話を発表するんか？

>66
いやまさか。

>>66-67
おまいら若手お笑いコンビになれよ。

>65　さん
よければ　>42　にﾚｽをいただけないでしょうか

温度にもよるが影響するだろうね

あと陽極側と陰極側でpHに差ができるから
２回目はかき混ぜてからやった方がいいかもね

それとバッファーは蒸発してちょっとずつ濃くなるんで
どっかで薄めないとダメですな（とくに蓋しない場合）


(´Д｀)

まあMupidの最大の注意点は、電極にTAEがはいらないようにしろってこった

>70
ありがとうございます
溶液が減っても電解質が減る分，ある程度調和が取れているかな？
とも思っていたのですが、だめなようですね

カンバ〜ック！！６６＆６７！！

TAEのpremixの粉買ってるバカが居たぞ

Aの粉ってあるのか。

>>75
あるよ。
フナコシでうってるみたい

大学のサイトのランキングhttp://www.casphy.com/やってるのはけんした。
母校の大学のサイトクリックしてランキングあげれ
ウェブ上の学歴ランキング（？）第一次大戦勃発のﾖｶ━( ﾟдﾟ)━ﾝ

おい！泳動中にゲルが溶けますた！

mupid使ってますが低電圧で流しても全体的にバンドが
もこっとしててシャープになりません。
DNA量はそんなにoverloadではないのですが。。
ゲルをうすくすると少しはよくなるみたいですが。
シャープにするためにどんな点に気をつけたらいいでしょうか？

>>79
写真とるときにピントをきつめに合わせる（ｗ

>80
いいのかそんなんで？

>>79
「もこっとして」ってのがイマイチわからぬ。
ゲルを薄くするとよくなるってことは
ゲルの分離範囲とあってないのでは？

1k以下ならゲル濃度あげて高電圧にしないとぼやけるわな

泳動前に泳動槽ごと冷蔵庫で冷やしておくとバッチリシャープ

結露して壊れますた！

84は犯罪者

泳同窓は皆さん、どうやって冷やしてます？自然放置？

ヒエピタ

そんなもんひやさねえっつうの

>>89
正解

つか冷やすヤシみたことね〜

SDS-PAGEでミニゲルって影同距離短くて分離悪くない？
目的のバンドとノンスペがかなり近いんだけど。

ゲルの濃度変えたれ。

それで逝ける？

無理

なぜこのスレはこうも殺伐とするのだろう

冷やしておくとホントに分離が良いんですよう。サイズの近いバンドの切り出しの時なんかに便利です。電源部分は冷やしたりしないから、結露で壊れたりしませんよう。騙されたと思って試してくださいな。

バッファーとゲルだけ冷やしゃあいいだろうが

ミューピッドだと泳動槽ごとの方が簡単でしょ。

100

>>99
移動するときに電極にバッファーはいるな

アガロースゲル電気泳動の分解能に真に重要なものは櫛だ。
みんな薄いの使ってる？いつもバンドが口型になってない？

　お　ま　え　ら　の　ア　ホ　脳　ミ　ソ　を　冷　や　し　て　ろ　。

ゲル傾けて固めて、厚さに勾配作ったりしてる奴いるか？

昔のシークエンスゲルじゃねえんだから…

日本電気泳動学会の今年の学会奨励賞は>>84に。

>>85が被害届を出すそうです。

>106
却下。

ていうか>>98の方法がベターだろうな。
泳動槽ごと冷やすと故障する恐れあり。

>103
アイスノンください。

バッファー何回ぐらいの電気泳動ごとに変えてますか？
バンドが薄くなったり，像が汚く鳴り出したら、*10TBEちょこっとやエチブロを
ぶち込めば回復するでしょうか

サンプルがうまく沈まなくなるか、ゲルでフラグメントを分けるとき交換

乾ききったら

ミューピッドの白金線はハンダ付けがなかなかうまくいかん。

>>112
そのくらいの頻度でしか泳動しないのか？
何年後にペーパーになるんだ？ｹﾞﾗ

>>113
危険！やめときな。
やってはいけないことのひとつです。

半田はバッファーに不耐性だから駄目だよん
どうしてもやりたいなら圧着式でシリコンで完全シールすべし

新しいの買えよ。

どうしても冷やしたいなら低温室で泳動すれば?
ずっと低温室置いておく分には結露しないし
つかそんなことしなくてもアガロースゲルの種類と濃度，それに泳動電圧を
目的に適切に設定してやればきちんと分離すると思うが，少なくとも数十bp〜10kbpくらいでは

そういやどうでもいいが，シグマの秋のセールでAGAROSE for routine ｕｓｅが安いな．

いくら？理科研が自社アガロース作ったとか言って買え買え言ってくるんだが。
たしか100g7000円だったかな？もっと安かったかもしれんが

ソラーラだっけ？理科研のやつ。一応サンプルもらったよ。
社運かけてるらしい。嘘だと思うが

>>119
100Gだと9200，500Gだと33300
まあ実際はそっから納入業者がもう少し引くだろうが

結局高いけどSeaKemGTGとかがきれいにバンド見える気がするんですが
ほかの方のおすすめとかってあります?

age

電気泳動学会って何発表してるの？

ミューピッドクーラーって
あの間抜けな機械を使ってるﾔｼの顔がみたい
って漏れか

羊土社
無敵のバイオテクニカルシリーズ遺伝子工学実験ノート　下
118ページ

100-200bpのﾊﾞﾝﾄﾞを3.5％アガロースに流して比較するのですが
電圧は　4.5V/cm　　とあります

上のレスでの100や50Vというのは　100V/cmなのでしょうか

またこのmetaphoreアガロースと言うのはポリアクリルアミドに
匹敵する分解能らしいですが、これくらいのﾊﾞﾝﾄﾞの観察には
普通のアガロースなどでは全然やくにたたないのでしょうか

/cm
ってのは電極間の長さ

だから,Mupidなら100V/15cmくらいか？

普通のアガロースが100-200に役立つかどうかはとりあえずやってみろよ。

>126
ういっす
やってみます

Metaphorは100と104bpを分離したりするとき用で、バンドが一個しかないのなら
もっと安い低融点<1000bpのやつで十分です。>1000bpでも濃い100bpのバンドなら
細めの串を使えば分解能は悪いけどバンドとして確認はできますよ。

ありがとうございます
分解能が適してないかもと言うゲル濃度や品質の時は
細いウェルを使うということっすね

metaphor確かに分解能高いけど
値段高いし，もろくて扱いにくいし
普通はあまりおすすめできない

Mupidを留学先に持っていきたいんですがアメリカの120Vのコンセントで使っても
大丈夫ですか？こわれたりしないかな？
電源には100−110Vって書いてあるんだけど。

>131
大丈夫。120VならMupidは耐えてくれる。
実際に米国で使っている人も多いよ。

(´Д｀)

つうか改造して数百Vで流してるやつも居たな

そういうチューンアップもオモロイな

ゲル解けるだろうけどな

だめじゃん！！

溶かしたことあります・・・

俺の知ってる奴は冷やしながら、
普通の泳動用の電源で数百ボルトで流してたけど、
そんなことするなら普通に泳動して５分位でやめればいいのにね。
ほとんどのばあい５分で十分だと思う。

なんでも電圧上げりゃいいってもんじゃないよな。

そうそう念力だな

ぴーきぴきどかーん

おまいら、氏ぬなよ。

普通のSDS−PAGEゲルからタンパク回収するのって何か
キットみたいなの使わなきゃだめですか？？

>>143
アマシャムのカタログ参照

ありがとうございましたぁ
灯台院生さんっ

>>144

今は何でもキットなのかのお。
漏れは尼シャムのカタログ見てはいないのだが、
今までだと、セントリコン使ってエレクトロエリューション
だったが、尼シャムはこれではないのかのお？

おんなじだったらｽﾏｿ。

これからの季節は冷やさなくてもいいから楽だね。
むしろ凍るかも？

屋外で電気泳動。

つうか実験室の温度は年中一定だろうが。

冬はsol2が析出します。今年は冷蔵庫増えたから大丈夫かも。。

sol2は当日つくれや（ハート

キットだから。。ｲﾔﾝ

電気えーどーとソル２関係ある？

ない

149のラボは誰もいない深夜も一定？
管理者から節電って言われない？

>>155
言われないけど？

すげえ

くら―つつけたらダメなのでずっとファンまわしてドア開けてますが何か

くらーつ？？？？？？？？

今日、泳動したらdyeが１時間たってもゲルの半分くらいしか進まなかった。
どうして？

漏れもあった
100V設定なのに50Vぐらいしか進んでないとか
タイマーは動いてるのに題は全然進んで無かったとか
単に機械がいかれてるんではないでしょうか

漏れは+-の伝染をちょいちょいとチップ先で触ったら治りました

>>160
壊れかけ５分前です
電極のコードが切れかけで、on offが繰り返されてます


ところで、お前ら修理はどうしてますか？

自分で直す話はガイシュツなのでやめてね

>163
ﾏｼﾞﾃﾞ？

マジだよ。探してみたら？
生物板が今のように下らなくなる前の時代を感じておいで。

electrophoresis

探したけどなかったぞ。
倉庫行きだろ？
たしかmupidなんとかっていうスレあった気がするけど

あさっては電気泳動学会だよん

age

mupid 50ｖってうそだぞ。0-121vの脈流ジャン。

120 cycle/secのパルスフィールドっつうわけか。

だれかFIP使ってる奴いないか？

わかんないことを列挙してみますた
−DNAのサンプルはどこから取ってくるのですか？
−それの分子量分布を見るために電気泳動するのですか。
−分離後のぶんしゅってできるのですか。
−電気泳動一つも色んなノウハウが必要ですか。
教えてくｄさい

>>173

A1: 大腸菌,酵母その他生物一般,培養細胞.ウィルスなどから
A2:本来的には分子量を見るためだが,濃度確認に使われることもある.
A3:できる
A4:ノウハウはあるが無くても普通にできる

まじれすえらい

最近このスレ沈みがちなので
活性化して欲しいねえ

>176
はげどうついでにage

Mupidに詳しい香具師の降臨待ってます♥

二本鎖DNA断片ってどんな感じでアガロースの中をくぐり抜けているのですか？

上から見て泳動方向が　
-　
↓
+
とすると
負に帯電しているリン酸が引っ張られるわけだから，一列に　｛　＝　｝　ですか　（真正面から見て）
（上から見ると　＝　というより　-　）

それとも狭い隙間を潜り抜けないとダメだから　縦に　[　ll　]ですか？
それとも適当に　｛　//　｝　ですか？

蛇みたいにニョロニョロと。アガロースのマトリクスに引っかかりながらなのでそうなる。

***************九曜の星を探せ！！*******************

精神障害者・九曜の星はきみのラボメンバーかもしれない！！
精神障害者が日本国内をウロウロしてていいとおもうか？
精神障害者がきみのとなりで実験してるかもしれないんだぞ！
精神障害者だから、自尊心高くて、被害妄想起こして殺されるかもしれないんだぞ。

そこで、日本人全体のために、以下の項目に当てはまる奴をみつけたら、警察に通報して
一生精神病院に監禁しましょう。以下のリストは今までの議論を踏まえて作成されました。


1. 身障差別意見の持ち主
2. 肥満体
3. オタク
4. 人格障害傾向（他者に対する強い優越感）
5.研究テーマはなるべく知能が要求されないものを選ぶ

ｵﾏｲﾗいまだにMupidなんか使ってるのか？
うちにもあるけどｗ
ほんとにちょこっとしかサンプルのない時に年に数回だな

Mupid使わずに何を使ってるん？

181じゃないけど
うちは日本エイドーのサブマリンゲル電気泳動装置を
使ってるよ

>182
関東理科というすごいマイナーなメーカーのﾔｼ
９６サンプルのアプライが１５分から２０分ぐらいでできる

最近あぼーんしてしまったらすい　鬱
数１０台以上売れる見込みがあったら復刻しますと言ってたが

日本エイドーの４トレイサブマリンも
高電圧でヤリャ１５分だべ
９６x４サンプル
ゲル切りながら使っても良し

理想の泳動装置は、どんなのがいい？

たとえば電圧がどのくらい変えられるといいとか、
タイマーは何分刻みだと便利だとか、
本当に冷やすのがいいのかどうかとか、
お前ら教えてください。

アガロースは冷やした方が断然きれいだな
でも定電圧なら泳動はうんと遅くなる

>186
とりあえず100Ｖで充分じゃん？
タイマーは必要だよ。でもi-Mupidみたく鳴りっぱなしはウザイ。
冷やす機能は標準で付けられるもんなのか？
バッファーを冷やしておいてそれ使うべきか。

冷やす機能がそんなに高くなく（＋5000円以内）つけられるなら希望。
バッファーを冷やすだけでも多少の効果はあるから。
タイマーは欲しいね。それと、丸洗いしても電気系統に支障がない方がいい。
ボディとトレーは透明で、溶かしたてのアガロースを流し込んでも変形しない熱耐性。

冷やす機能はそんなに高くなく（+200円）つけられますが何か
一回り大きい発泡の保冷箱買ってきて角氷で冷やしてますが何か

ただでできるin Cold Room.

さぶー

がんばれミューピッド

便器映像？

CEはお呼びでない？

>195
CEってなに？

＞195
キャピラリーじゃない？

Mupid便利だが、２〜３段積み重ねて（中のゲル板及び泳動槽自体）
使うのに便利な方向で何か改良されないかな。

Mupid不便だから今のままでいいよ

200v

CEってまだシーケンサー専用って感じだな
なにせ高いから
味連ととか日立からアガロースの代わりが出てるけど
高い割に手間がかかってしょうがない
日立のチップ2000円/12サンプルで１回しか使えないなんて
シーケンサーよりランニングコストかかりすぎ
当分普及しないね

毎回ゲル作るのまんどくさいんだよな。
オートクレーブするだけで何度も使えるゲル(キャスティング無用）とかできないかな。
つうかそれってゲルと呼ぶのかどうかも怪しいわけだが。

ゲル使い回せばええやん

>202-203　アガロース？
細かく砕いて水に晒しておけば使い回せないかと考えることはある。
回収用でなければ問題ない気もするが、周囲の目を気にしてやったことない。

砕かなくてもオートクレーブすりゃ問題ないよ。
キャスティングの問題は、耐熱のキャスティング用ケースを使って
型にはめたままオートクレーブでいいじゃん。

エチブロ入りゲルをつかテルのですが再使用のときは
どれほどのエチブロをオートクレーブ後のゲルに入れたらいいんでしょうか？

ちなみに今までは使ったゲル→レンジでチン→通常の半分のエチブロ
→型にはめる
でした

再高品質のアガロースはどれでしょうか？
切り出しに使いたいので。

SeaPlaque

アガロース用途一覧ガイド
http://bio.takara.co.jp/catalog/catalog_d.asp?C_ID=C0387

ゲル使い回しという人達は、TAEバッファーでしょうか？
TBEアガロースゲルで再使用している人いますか？

>210
してます
ただレンジで暖めている間のエチブロの動向が気になる

蒸気は水だから心配せんでいーよ

修飾タンパクをSDS PAGEで流すと分子量は大きくでるんですか？小さくでるんですか？
いろんなケースがあると思うんですが、経験談をお聞かせください。

就職あれれば大きく出ます。
小さく出るのは立体構造によりあります。

マジレスいちゃいました。

>>214
日本語崩壊？w

すいません。寝起きで書いたら変に…

いーの
2chだから

フォローありがとです

http://momolin.fc2web.com/
お疲れ様　気分転換にどうぞ
結婚相手を求めて相談所へ足を運んだのは過去の話、これからはネットで出会いを. . .
Helloからはじまる素敵な出会い体験してみて あなたの気持ちわかってあげる　私に教えてみて!
私の部屋を覗いて見て、あなただけにそっと教えてあげる。
ちょっと秘密の部屋覗いて見て　秘密のチャットで待ってます。
あなたの心をキャッチ出来るかも　ウキウキ気分に浸ってみて、あなたの愛し方どんな仕方?　一度、見てみない愛が見付かるかも
素敵な出会い方してみない?　きっとあなたが探している物見られるよ
ネットアイドルと楽しくおしゃべり　テレビ電話感覚のビデオチャット
全国にメルトモ作ろう　メルトモ天国 　　　やすらぎアイランド　〜出会いの島〜　　30歳からの☆億千万の出会い
交換日記　運命の出会いがあなたを待っています 　　　　結婚・出会い・メル友のカテゴリから探してね

上記のURLで開き難い時は
http://yahoo.co.jp/　にて「探し物　とくとく」で検索
タイトル「探し物とくとくページ」をクリックしてね　きっと、あなたの欲しいもの見つかるはず

就職活動真っ最中のあなた、さあ自分を高く売ろう!　就職・転職、ビジネス紹介　
健康・美容、ファッション・アクセサリー、電話・通信、プロバイダ、食品関連、日用品、保険、旅行　
PC情報　ドメイン480円から取得、各種ネットショッピング　各種クレジット、ローン、キャッシング
懸賞・プレゼント・ポイントサービスなど 見逃せない情報満載　一度覗いてみて下さい

チョット秘密の部屋をのぞいてみて！ワクワクしちゃうから！待ってまーす。
あなたの心をキャッチできるかも・ウキウキ気分にしたってみてね 　　桃花
素敵なあなたとお話してみたい　メル友しようよ　
無料登録から始めてみて　女の子も待ってます　　　直美

おまいらの英銅時の設定は？

質問の意味が不明です

SDSPAGEの時の電流電圧英銅時間は？

そもそもゲルの大きさで全然違うので却下です

>>223
ゲルの大きさも加えておながいしまつ

120Vで２時間

スタート60V、フロントがstackingを過ぎてから〜200V、食事に行く間30V、焦ってPVDFを切っている間3V。
Bio-Rad mini-proteanII。

時間は45分〜2時間くらいだと思う。
大きめのを見ることが多いのでtransferは120V o/nとかによくする。

2枚いっぺんの時　50mA 36-38min

みなさんマジレスありがとうございます。

sageでのカキコだったので気づくのが遅くなりました。

>>214　大きく出るんですね。どうもありがとうございました。
ふーむ、ということはあのゲルろ過の結果は･･

>>230
どうしたぁぁぁぁぁ！！！！！！！！！！

今泳動しています
stackingが４５分（10mA）
分離が６０分（20mA）
・・・早く終わらないかなぁ♪

ゲルのサイズと濃度は？

>>233
1%、5?B四方

定電圧の人と、定電流の人がいるようですが
どういう違いがあるんでしょうか？
古いプロトコールだと定電流にせよと書いてありますが

定電流（定電圧？）しかできないパワーサプライ前に使ってた。

CC だと泳動後、発熱量が一定だけど、バンドの移動量は減少してく。
VC だと、バンドの移動量は一定だけど、発熱量が増大。
これらの変化は、泳動中のバッファー組成変化のため。
普通は安全のため CC でやるわな。

↑うそばっかつくなよ

237はひどいな。
安全のためなら電圧一定だろが。
ボケ。
電流一定だと発熱によって抵抗が上がって、
それに応じて電圧も上がって、
をくり返してどんどん発熱も電圧も上がってくぞ。

しかもVCって何の略だ？英語も出来ないのか？

うろ覚えの学部生が知ったかして書き込んでるのか、
それとも確信犯なのか。
どっちにしろたち悪いや。

ようやくまともなことを言えるこが現われたわ

Vitamin C晒し上げ

>>242　うちの電源は電圧上がると低電圧になるようなやつなので
とりあえず無限連鎖はいまのところないです。ちなみにミニゲルです。
定電流のメリットは終了時間が予測しやすいことですよね。

事実上どっちでもかわらんからな。好みだろ。

ところで何故243はVitamin Cにレスしてるんだ？

電圧上がると低電圧になるってなに？定電圧の間違い？

いずれにせよ定電流で発熱量なわけないじゃん。熱量=IVだろ？
だから生物やは（以下自粛)
一番いいのは定電力に決まってんじゃん。
コンスタパワー使えよ。

あ、（発熱量）「一定」が抜けちまった(恥）

しかしこれ↓はどんな理屈よ？泳動バッファは発熱によって高抵抗になるのか？？

>>239
電流一定だと発熱によって抵抗が上がって、

無知をさらけ出すのは恥ずかしいからやめれ。

温度と抵抗の関係は教科書を読み直して勉強しなおせ。あふぉ。

おまけに日本語も勉強し直しとけ。馬鹿者。

晒しageじゃ。

？
高温になると抵抗下がるだろ、ふつー？
少なくとも金属はそうだが、泳動バッファはちがうのか？
温度が上がると電離度が高くなると思っていたのだが。

素直だな。どうやら基本的な理解に問題があるようだが、
素直だから煽り抜きで教えてやろう。

まずもって金属の場合に温度を上げると抵抗が下がるというのは
間違いだ。抵抗は温度に比例して上がる。疑問に思うなら教科書を
当たってみることだ。基本的には伝導電子が熱運動によって運動を
妨げられるために温度依存的に抵抗が上がる。

超伝導が何度で起きるか考えてみればいいさ。

次にバッファーだが、これも基本原理は同じ。電離度やpHも温度で
変化するが、これは抵抗には大した影響を与えない。電解溶液の
場合、イオンが電子運搬体な訳だが、このイオンの運動が熱運動により
妨げられるので、温度が上がれば抵抗が上がるのだ。

分かったかな？

すまん、やっぱりわからん。

フィラメントに使うタングステンの場合、
温度上昇に対応して抵抗値が下がる。
だから点灯した直後より、ある程度温度が上がってからのほうが明るくなる。
これは温度上昇に伴って自由電子の数が増えるからだろ?
たしかに、抵抗値の低い導体においては温度上昇が抵抗を上げるようだが
超伝導はある種の合金における特殊な例に過ぎない。

バッファの場合、もともと電気抵抗が大きいので
電離度が抵抗に大きな影響を与えるのではないだろうか。
少なくとも電池の場合、温度が低くなると内部抵抗は上がるし。

経験的には電気泳動バッファは、一定温度に達するまでは
温度上昇が低抵抗につながっていたよ。

うーん。どこからソースを拾ってるんだ？

タングステンも電気抵抗は絶対温度にほぼ比例する。
高温の方が電気抵抗が高い。理由は前述の通り。

超伝導効果は確かに特殊な材料での効果だが、基本的には
伝導電子の熱運動が少なくなる低温でないと起きない。
少なくとも現在はね。

確かに例外はあって、多くの半導体や炭素などは温度上昇で
抵抗値が下がる。炭素フィラメントの電球の場合、点灯が
ゆっくりなのはこの為だ。炭素フィラメントと間違えてないか？

電池の場合は低温だと化学反応速度が低下するのが電圧降下
の主原因だ。電解質の抵抗増大じゃあない。

電気泳動に使う泳動バッファは多量の電解質を含んでいるため、
電解質の総量は温度によって大して影響を受けるわけではない。
電気抵抗の変化は温度による熱運動効果と電解によるバッファの
組成変化によるものが大きい。

温度だけが原因ではもちろん無いが、発熱により抵抗は上がる。

>>245 多分>>239です。
>>246 そう、定電圧です。うちのは300Vで頭打ちになります。

>>252ありがとう。溶液の場合はわからなかったけど、個体の場合は確かにおっしゃるとおりの模様です。
http://www.hs.reitaku-u.ac.jp/kyousei/buturi/31maeda/nyushi/31ronbun.html

正確な知識は大切ですね。

>254
溶液系の場合は、体系的な理論はないんだよ。イオンの移動速度ですら、
ごく特殊な条件を除き正確には求められない。

ただ、生物実験で使うような緩衝液の場合、温度上昇が抵抗増大につながる
ことは、経験的によく知られている。だから高速SDS-PAGEの器械なんかだと、
ゲル板部分の冷却に気を遣った構造になっている。

実際イオンの移動速度に関しては温度上昇がネガティブに働くことは理論的
に説明できて、溶液の熱運動は摩擦係数を上げるから移動速度は遅くなる。
特殊な条件だと温度上昇により抵抗値の下がるバッファ系を作ることが
出来るかもしれないが、一般的ではない。

ということだ。最初は煽りかと思ったが、まじめな椰子だったんだな。

泳動前のＤＮＡ抽出精製についてですが。

ＤＮＡとＲＮＡを遠心機で分離するのに、
最低15000rpm必要だと書かれたサイトが多いのですが、
なぜ遠心力(×g)ではなく、回転数(rpm)で表すのでしょう？
遠心力はロータ半径で違ってくるのに。

で、結局15000rpmと書いているサイトでは、
大体何RCF(×g)くらいのことを指しているのでしょうか？

>214
年末の話を蒸し返してすいません。
修飾されるとバンドが下に行くタンパクの話を
聞いたことがあるのですが知ってる人います？

ちなみに200v45min
Bio-Radミニゲル

Mupidの泳動で
あと何分ぐらいであがるかな....
と泳動距離と時間で目星をつけていたら
逝っちゃってたってことないすか？

てことは
はじめは遅くて時間が経つと速くなるってことで
はじめはバッファが冷えてるけど時間が経つと暖まってきて
てことは
温度が上がると抵抗が下がるんじゃないの？

今年も、、今年こそ、、
いい思いをしちゃいましょう(^▽^)v

http://ok.halhal.net/~2ch/

>>258　だよね？？

50Vで泳動すると100Vで泳動したときの２倍より長い時間かかるし…

それは、電位差によってチャンバーとゲル内の電圧降下比が異なるため、じゃなかった？

genomic Southernの時きれいに泳動しようと低温室で流したらめちゃ遅だったけどどうしてだろ。

あなたが目を離しているスキに、
電気を止められているからですよ。

>>258
遅くなるんだよ！

定電流で流してるとどんどん上がっていきます。
多分和ゲルと洋ゲルで違うのでしょう。

ｵｲｵｲ。みんな。

SDS-PAGEをCCで流せば電圧は上がってくし、
CVで流せば電流は落ちていく。

こんなの常識じゃなかったのか？

２ちゃんには常識を理解している人はいません

いまはアガロースげるの話でつ

煽り抜きだとこのぐらい充実したんだから、反応も控えめでお願いします・・・

Mupidで云々言ってる子たちは、バッファの量が泳動によって
変化することに気付いているかな？

温度が上がるとバッファの量が蒸発して減って、ゲル部分の
バッファの断面積が小さくなるのよ。だから、単位断面積あたりの
電流量は増えるのだ。これが早く流れる理由。

二台のMupidで同時に流しても、終了が違うという経験はないかな？
サブマリンゲルの場合、なによりバッファの量が物を言うのだ。
バッファの量が少し変わるだけで、移動速度は大きく変わるぞ。

抵抗と温度の関係は、上の方で誰かが言ってたように、温度依存的に
上がるというのが正しい。

つまりヒタヒタになるほどバッファ入れると流れるのが遅くなる、と。

とーぜんそう。バッファは入れれば入れただけ遅くなるさ。
疑うならやってみそ。

理由は簡単だろ？電流はゲルの中だけを流れなきゃいけない
訳じゃない。バッファがあればそちらにも流れるさね。

んーほんと？？
バッファの断面積が減るとその分抵抗が増えるよね?
それによってキルヒホフの法則からゲル部分の分電圧が高くなって電流が多くなるだけじゃないの？
溶液中の温度と抵抗の関係についてはちょっとマユツバだなあ。

何かすごく妙に意外なほど納得した

しまった。
たらたら書いてるうちに二つも書き込みが。
>>274は>>271へのレスね。

>>274
簡単に書いてはいるけど、実際にはいろんな効果があるのよ。
ゲルの方がバッファより抵抗が高いわけだし。まあ、そういうのを
一つ一つ細かく説明してたらきりがないんで言わなかったんだが、
要はバッファの量がサブマリンゲルの場合重要だよってことを
言いたかったのさ。

で、Mupidで経験するような温度効果はこいつが一番大きいのよ。
温度と抵抗の関係に納得できなければ、Mupidなど使わずに、bufferの
電気抵抗を温度変えてはかってみ？それが一番確実さ。

あー。しかもなんかわけのわからないレスになってる・・・鬱

んーと。要するに、温度が上がると溶液の抵抗は上がるということですね。
なんかそれが正しい気がしてきました。

一つ補足しておくと、ときどき誰かが言ってるSDS-PAGEの
場合、見かけのゲルの抵抗値がどんどん上がるのは、ゲル内の
イオンが移動してイオンの濃度が減少するから、というのが
正しい。確かにバッファの抵抗は温度依存的に上がるが、それは
微々たる物だ。大した影響じゃない。

だが温度はゲルの電気抵抗に確かに影響するから、ゲル板の温度を
一定にする工夫をしないと、均一に流れないことになってスマイリング
が起きる。このため高速SDS-PAGEの器械は冷却に気を遣った設計に
なっている。

温度上昇はまた、拡散を促進するから、その意味でも温度は低い方が
望ましい。

まあ、温度によるバッファの抵抗変化なんて大して気にする事ではない
というのが結論だが。

なんか、かいてることが支離滅裂なきがしますが。

スマイリングって通常、中央が速く流れて端が遅くなるんですよね?（１）
たぶん、温度が高いのは中央付近。（２）

オームの法則によると低電圧なら抵抗が低いほうに多くの電流が流れるので、
中央付近の抵抗が低いことになる。（３）

（２）（３）より、温度の高いほうが抵抗が低いという結論になりませんかい?

そうか？
271、273、277、280が漏れだが、どこが支離滅裂だね？

まとめると、
抵抗は温度依存的に上がる。（実は大した問題ではない）
Mupidではバッファの量が泳動速度に与える影響が大きい。

これくらいしか言った覚えはないが。

支離滅裂といったのはここです。

確かにバッファの抵抗は温度依存的に上がるが、それは
微々たる物だ。大した影響じゃない。

だが温度はゲルの電気抵抗に確かに影響するから、

まあ、温度によるバッファの抵抗変化なんて大して気にする事ではない
というのが結論だが。

>282
そりゃゲルの話だ。溶液の話じゃない。
ゲルの場合は非常に複雑だから、理論すら今のとこないと思うが。

考えつくだけでも、温度上昇はゲルの格子密度に影響するから、
これは抵抗を下げるし、熱運動効果は抵抗を上げる。

ゲル内ではイオンの移動を制限するのは主としてゲルの篩い効果だから、
温度が上がると抵抗減につながるのかなと想像はしてるがね。
ただアガロースとPAGEでも効果はいろいろ違うだろうね。

ゲルと溶液を一緒にしちゃいかんと思う。

>284
わりいわりい。最後の文章はMupidを意識してかいちまった。
上に書いたようにゲルと溶液は区別して考えないとダメだと思う。
ここのとこは漏れ自身分かってないことも多いのだが。

まあ、真ん中の一文だけゲルの話題と言うことで許してくれい。

いやいや。
もしバッファの抵抗変化の効果が気にするほどのことでないとすると
温度が上がると云々の議論は意味をなさないんじゃない?

結局、重要なのはバッファ量であって温度ではないということになる。
ただし、アクリルアミドの場合ゲル部分のバッファ量自体は変化せず
バッファの温度変化に伴う電気抵抗変化が無視できるとし
温度上昇に伴うゲルの電気抵抗低下があるのだとすると
結局温度上昇に伴って回路全体の電気抵抗（負荷）は低下することになる。

結局、真実はどこ?

>286
だから言ってるように、サブマリンゲルの場合に色々
体験する効果はバッファ量の影響が大きい。これはいい？

次にSDS-PAGEだが、ゲル部分のバッファ量が変化しないと
書いてるとこが少し誤解してる部分で、volumeは変化しないのだが、
イオンが移動した分がうまく補給されないので、ゲル内のイオン濃度
低下が起きて抵抗値が上がる。これもOK？

で、温度上昇によるゲルの抵抗値変化はスマイリングに影響するが、
全体としては微々たる物。（ゲルの分子篩い効果と、イオンの
減少によるゲル全体の抵抗増加は分けて考える）これもOK?

だから、SDS-PAGEの場合にみられる劇的な抵抗増加の主原因は
二番目の要素なのよ。これでいいかな？

サブマリンのアガロースゲルの場合、ゲル内のバッファ組成は
変化しないわけだ。

I was completely convinced. Thanks!

Mupidでは泳動は普通３０分ぐらいで
バッファはほとんど減りません

泳動が速くなるのはバッファが減ったせいでなくて
温度が上がったせい

その証拠に
同じバッファで（冷えてから）次に泳動すると
泳動速度はリセットされてまた遅くなる
そして後半にはまた速くなる

アクリルアミドゲルのスマイリングも同様に
温度の高い中央部の泳動速度が速くなります

温度依存的な電気抵抗の上昇とバッファレベルの変化は温度依存的な泳動速度の上昇を説明できません

>>287
惜しいな・・・。大体あってるが、たった一つ間違いがある。
溶液の電流量と温度の一点に置いて。

温度が上がると電導度が上がって電流量が増えるんだよ。
高圧の電気泳動でなければ大して影響しないのはその通りなんだが。

なんだかさっぱりわからなくなりました。ちょっと整理します。
コトの起こりは>>237-239なわけだけど、ここでのやり取りによると

定電流だと抵抗が上がって発熱量がじゃんじゃんあがって危険（A)

てことになってます。この時点では、バッファの抵抗がどうとかゲルがどうとかじゃなく、

「系としての抵抗が上がる」（B)

ことを言ってる。ところが>>280で

＞まあ、温度によるバッファの抵抗変化なんて大して気にする事ではない

なんていうところに落ち着いてしまった。（C)

さらに>>287では

＞だから言ってるように、サブマリンゲルの場合に色々
＞体験する効果はバッファ量の影響が大きい。これはいい？

と、サブマリンでは温度効果は無視できることを述べ（D)

＞次にSDS-PAGEだが、ゲル部分のバッファ量が変化しないと
＞書いてるとこが少し誤解してる部分で、volumeは変化しないのだが、
＞イオンが移動した分がうまく補給されないので、ゲル内のイオン濃度
＞低下が起きて抵抗値が上がる。これもOK？

と来て、

PAGEでも抵抗値の上昇は温度の影響ではないことを強調（E)

してる。

ところが

＞で、温度上昇によるゲルの抵抗値変化はスマイリングに影響するが、
＞全体としては微々たる物。（ゲルの分子篩い効果と、イオンの
＞減少によるゲル全体の抵抗増加は分けて考える）これもOK?

に来てスマイリングの話に移ってしまった。
ここで言ってるのは要するにスマイリングが抵抗値変化によっておこるのではなく
温度差による分子ふるい効果の違いということを指摘している（F)だけで、
定電流だとなぜ発熱量が増えるかの説明はない。なのに

＞だから、SDS-PAGEの場合にみられる劇的な抵抗増加の主原因は
＞二番目の要素なのよ。これでいいかな？

ここに来て突然、

PAGEでは劇的な抵抗増加が起こる（G)

ことになってしまった。根拠は示されてない。

どういうことか？と、もう一度前を振り返ってみると、>>252に

>電気泳動に使う泳動バッファは多量の電解質を含んでいるため、
>電解質の総量は温度によって大して影響を受けるわけではない。
>電気抵抗の変化は温度による熱運動効果と電解によるバッファの
>組成変化によるものが大きい。

ときた。ここでも言ってることは、温度は無関係（効果を無視できる）であるということ（H)。なのに

＞温度だけが原因ではもちろん無いが、発熱により抵抗は上がる。

と、余計なコメントを付け加えてる（I)。さらに>>255では

>溶液系の場合は、体系的な理論はないんだよ。イオンの移動速度ですら、
>ごく特殊な条件を除き正確には求められない。

と来てしまった。理論的根拠はナシという宣言である（J)。

それなのに

＞ただ、生物実験で使うような緩衝液の場合、温度上昇が抵抗増大につながる
＞ことは、経験的によく知られている。だから高速SDS-PAGEの器械なんかだと、
＞ゲル板部分の冷却に気を遣った構造になっている。

ここにきて突然温度上昇が抵抗増大につながってしまった。
これまで温度上昇による抵抗増大は無視できるといっていたはずなのに
とつぜん無視できなくなったのである（K)。さらに（J)で言ったことに反し、

＞実際イオンの移動速度に関しては温度上昇がネガティブに働くことは理論的
＞に説明できて、溶液の熱運動は摩擦係数を上げるから移動速度は遅くなる。

ときた（L)。
あれ？？スマイリングの説明では温度上昇が移動速度の上昇に寄与していたんじゃ？しかも

＞特殊な条件だと温度上昇により抵抗値の下がるバッファ系を作ることが
＞出来るかもしれないが、一般的ではない。

一般的ではないにしても、そんな条件を作ることもできるの？？？

で、私が実際に経験しているのは>>290の説明どおり。どうしても

温度上昇が電気抵抗減少もしくは泳動速度上昇に寄与している（M)

と解釈せざるを得ない。というわけで、さっぱりわからないんですが
頭が悪いからでしょうか？

途中切れてて読みにくいのでまとめて表示できるようにします。
↓
>>292-297

いろんな奴がいろんな議論を持ち込んでるからな。
訳わかんなくなって当然。

現実には温度上昇は電流増大につながる。抵抗減といいたきゃ
言ったら良い。むしろ電導率の上昇なんだけど。ここは間違えてる奴の
声がでかいから混乱するのだろう。

漏れも全部を説明する気はないし、ソースを示す気もないいい加減やろう
だから無視して貰っていいが、温度上昇は電流上昇につながるなら、
SDS-PAGEで普段経験してるように、定電流なら電圧が上がり、定電圧
なら電流が下がることが説明できない。

この点に関しては287の説明で正しくて、ゲル内の電解質が少なくなるので
電流が下がる。抵抗が上がると言い換えてもいい。

事の発端はSDS-PAGEで見かけの抵抗が上がるのは何故か？ってことだよな。
漏れの理解が間違えてなければ。

>286
ところで一つ忠告して置くが、あんたの説明も漏れには理解不能だ。
おそらく271?の揚げ足を取りたいのだろうが、やるならもう少し簡潔に
頼む。それに間違えてはいるが煽ってるわけじゃなし、そう揚げ足取りに
走らなくてもいいんじゃないか？

ちょっと言葉がきつすぎたかな？言い過ぎたらすまん。
まああんたの理解で正しいと言いたかった訳だ。

まあ疑問のある香具師や271は教科書か資料でも読んでみたらいい。
無責任だがここの情報なんて所詮そんなものだろ。

PAGEやってる人は発熱によって抵抗が上がると思ってる人が多いのかな？
かくいう自分もその口だったけど。
逆にアガロースゲル中心の人は発熱で抵抗が下がると。なんかそんな気がした
だけだけど。

勉強になりました。調べとこ。

いえ。煽ってるわけでもなんでもなく、単にわからないから整理してみただけです。
間違ってるか意味不明ならその箇所を記号（A-M）で指摘してもらえませんか?

ところで　電導率∝1/抵抗　と思っていたのですがそうじゃないんですか？　それと

＞現実には温度上昇は電流増大につながる。抵抗減といいたきゃ

というのと

＞温度上昇は電流上昇につながるなら、
＞SDS-PAGEで普段経験してるように、定電流なら電圧が上がり、定電圧
＞なら電流が下がることが説明できない。

というのは明らかに矛盾ですよねえ。結局、この観察事実は温度とは無関係で

＞この点に関しては287の説明で正しくて、ゲル内の電解質が少なくなるので
＞電流が下がる。抵抗が上がると言い換えてもいい。

ということになるわけですよね？

もう一度最初の問題をふり返ると

＞CC だと泳動後、発熱量が一定だけど、バンドの移動量は減少してく。
＞VC だと、バンドの移動量は一定だけど、発熱量が増大。
＞これらの変化は、泳動中のバッファー組成変化のため。
＞普通は安全のため CC でやるわな。

こいつは結局間違ってたっていうことですか?
あれ？CCとVCを入れ替えると問題が無かったって結末？？

もうちょっと発熱量について考えてみる。

Q ∝ V^2 / R(T, C) [1]

ただしRは温度T, バッファ中電解質濃度Cの関数
かつV＝定数だから結局熱量QはRに反比例することになる。
ところで

T = T0 + integral(0,t)[(Q(t) - q(t)] [2]

である。ここでT0:初期温度, Q(t)は時間tにおける発熱量, q(t)は同失熱量。
また

C = C0 - integral(0,t)[-e + F] [3]

である。ここでC0:初期電解質濃度, e:電子モル数, F:拡散による電解質の流入量。
したがって時間tにおけるT,Cを求めることは容易でなく、これらの関数であるRも求まらない。
でも、シミュレーションしたら求まりそうだ・・・

ん？まてよ。
結局外気温との関係で見かけの発熱量はずいぶん違うじゃないか。
で、抵抗が温度の非線形関数なら実際の発熱量も変わってしまう。
ということは、バッファ初期濃度はほぼ同レベルにコントロール可能なわけだから
外気温が発熱量（＝抵抗）に対する最大のファクターということかな？

>>302
こだわるねえ。まあ302で間違ってないと思うよ。初めからそう言ってるだろ。
SDS-PAGEに限らずゲルの両端しかバッファに浸ってないタイプのゲルだと
そういうことが起きるのだが。IEFとか。

303の引用部分は、元引用のすぐ後のレスが指摘してるように大嘘。CVとCCを
入れ替えれば正しい。つっこまれてることだがVCも意味不明だしな。

計算は・・・。ソース一個見つけたから考えてみてくれ。
ttp://airex.nasda.go.jp/lists/patent/list/content/pdfdata/re402.pdf

正直ちょっとこの話題食傷気味だな・・・。

あ、286がまた細かくつっこむ前に言って置くが、IEFとPAGEでは
電導イオンが減る過程は当然違うぞ。無用なつっこみはなしにしてくれ。

>>306-307 =291
さんきう〜
ところでVCはヴォルテージコンスタントでいいんじゃないの？
コンスタントが前でないと気持ち悪いですか？

とりあえず、この話はこの辺でおひらきということで。

俺の場合、データ出りゃOK派なんでこういう事は深く考えないで
プロトコル道理にしてしまうのだが、こういうこと議論するのも
悪くないもんだな。なんだかんだ言ってそれなりに良スレになっ
てる。

議論してた奴が煽りモードにならなかったのが良かったな。
得てして間違ったことを言ってた奴が煽りに転化することが
多いのだが。みんなご苦労さん。勉強になったよ。

議論中のところちょっとお邪魔しますです。

お手軽step、gradient gel作成
http://science.2ch.net/test/read.cgi/life/1001508029/351-356

提供 340@ウエスたんｽﾚさん

盛り上がりを見せたこのスレも、またスレッドの深い海に沈んでいくんだなあ・・・しみじみ。
沈んでしまう前にもう一度引き上げてみよう。

まだ釈然としません

抵抗があがると泳動速度もむしろあがるって可能性はありませんか？
たとえば薄いバッファを使うと泳動が速くなるように

ただしこれもよくわからんところがあって
極限まで薄いバッファ.....つまり水だと泳動されない（速度０）？
じゃあそのちょっと手前だとものすごく速い？

電流よりも電場のほうが重要なのかもね。
バッファと試料の分電圧差が泳動速度にきく、と。
水で駄目なのは、電流が流れない＝電場がないためかと。

電流が流れようが流れなかろうが、電圧がかかってれば電場は生じるんじゃ？

そりゃそうだけど、それじゃ泳動が起こらないのはなぜ?

電極で電気分解が起こらないと電流は流れません。
電解質が薄いと電極近傍で物質の電気分解に必要な電場の形成
が弱い（電気二重層が厚い）ので電気分解速度が遅くなります。

スマイリングは編み目の大きさの変化もあるでしょうが、温度差による
高分子の変形のしやすさや拡散速度にもよるのでは？

>>316　電場を感じて陽イオンが陰極に、陰イオンが陽極に向かって動くと
陰極側に+の陽極側に-の電荷の偏りができます。それがお互いに引き合って
それ以上動けなくなる。そんなイメージでどうですか？

>>312
そう言うなよ。
まだまだ納得してない連中がいるんだから。
自分が納得するまでやる！これが研究者だろ。

結論として自分でやってみろ！ってことでいいですか？

>>317
「電気分解に必要な電場」って通常の「電場」とは違うんですか?
同じだとしたら電場が大事という>>314の意見は間違ってないでしょ？
違うとしたら･･･どういう概念なんでしょ？で、どうして同じ用語を使うんでしょう？
>>318の考え方はなんとなくわからなくもないけれど･･･それが正しいとすると
やっぱりゲル内の電場が弱くなってることになりますよね？

スマイリング問題はやっぱりよくわからないなあ。
逆スマイリングもたまにありますよね？　ｺﾝﾅﾔﾂ→:-(
同じ温度でやっても同様にスマイリングするわけでもないし
放熱板つけるとましにはなるけど、駄目なこともあるし。
まあ、温度が何らかのファクターであることは確かなんだろうけど。

>>319　そう！それが大事!

>>319
といいながら何も言わないやし

>319
悲しいかな、、、
それがしたくても先立つものが無い

いかん！この銘スレが下がってる！

泳動中にゲルが溶けるわけだが・・w

泳動中にゲリが漏れるわけだが・・w

つまらんのでsage

終了

（＾＾）

つまらなくしてるのはどこのバカだ

DNAの電気泳動で、アガロースゲルを作りますよね
レンジでチンして型に流すわけですが、チンした直後って細かい泡が入っています
真空乾燥機などで泡を出してやればいいんでしょうが、当方ありません

どうしたら綺麗なゲルが出来ますか

ライターの火であぶれば泡は消えるよ。
ただ、ゲル版を焼かないようにね。
あとは、チップの先か何かで、
泡を端によせておくとくとか、
他には、ゲルの温度がある程度高ければ、
勝手にはじけて消えてくれるよ。

70％エタノールをスプレーで軽く一吹きすれば消えるよ。

７０％エタノールの霧を吹いてやると泡が消えるというのが、確か実験の裏技スレだたかに出てた。

顕著にかぶった

サンキュウです
とりあえず70%エタノールが楽そうですね
裏技スレチェックします
いいこと載ってそう

っていうか、もっとぼこぼこ沸騰させりゃ泡なんかはいんねえよ。
怖がってちょっとずつあっためてるへたれだからそういうことになるんだよ

>>337
そうなんだサンキュです
じゃあそれをまず試してみます
ビギナーの時の方がうまくいってて、最近ダメになってきたんだけど
以前は遠慮なくぼこぼこ言わせてたから良かったんだな

>>337
そう
わき始めはビールみたいな泡が出るから
突沸しないようにちまちまとあっためるが
そのうちぼっこぼこの切れのいい泡に変わる
そうなったら泡の心配はいらん

突沸して、こぼれたら電子レンジの中をちゃんと拭けや。
弁当あっためる時、アガロースがくっつくだろ！！

アガロースにおかずが入るからやめろよ。w

エチブロ入りだったら最高に鬱

実験室のレンジで飯あっためるやつ
首にするぞボケ










まあ、おれがPIならな

343を要約すると341

オートクレー部であっためると吉。ただしふたを開けられるようになるまで
若干時間が・・・

339さんの言う通りでかい泡が出るまで電子レンジにかけ、突沸しないか横で見てる。
昔は水で溶かしてから50xを加えてたけど、今はアガロースの粉を1xTAEに直接溶かしている。
これもどこかで既出だと思うけど、まず目的の半量以下の1xTAEで沸騰するまで完全に溶かしてから、
残りの量まで1xTAEでメスアップする（容器を外から冷やしたりすると壁のところから固まったりする
が、液体同士を混ぜると部分的に固まったりしない上に冷めるのも早い）。
電子レンジから始めて30分ぐらいで、使える状態のゲルができる。

早く冷めるとこがイイ！

30分もかかるのか！？

３分以下では？

溶かしたアガロース
外から水で冷やしてますけど何か
ときどき氷水使ってますけど何か

>349 それはすごい。
>350 それをうまくできる人なら多分全く問題ない。

うまくできるようになるまでいくつビーカーを割ったんだい?

自分の場合PYREXの三角フラスコを使っている。
突沸自体が軽減されるかは分からないが、口のところを持って振り易い。
ある程度の厚さもあり、内外の温度差で割れたという経験もない。

>>346が一番簡単で早いよ
まあ微妙にちがってるけど。実験医学か細胞工学にのってた。

>>349
使える状態のげる＝固まって泳動できるまで
ってことですよ
とけるまでじゃない

>>354
ぜひ微妙にちがってるところを修正した上で極上プロトコールのスレッドへ転載を希望。
確かにそういう雑誌にも載っていたけれど、そこからの丸写しでなければ著作権とかは言われないかと・・・

めんどくさいからヤダ

>>342
遅レスすまそ。
われは、エチブロ入れてからレンチンするのか？
すまんから、ソーユー危険なことはやめてくれ。

>>357 342じゃないけど、ゲル再利用だから。。

極プロ転載キボン♪

熱々のゾルに冷たいバッファ入れてゲル固まったときに分子構造問題ないのかね？
ま、もんだいないか

ないよ。だってバッファ入れて冷めたときもまだゾルだし。
バッファ入れてそのせいで固まったらそれは失敗

なんていうのかな、水をゆっくり凍らせると巨大な単結晶になるけど
急速に凍らせると細かい多結晶になるでしょ。
ゲルではそういうのは問題にならないのかと。

んだからあ、、、
熱いゲルにバッファー入れてもまだ凝固点より上なのよ
そっからは普通に固まらせるんだからさ。
熱いゲルをそのまま固まらせるのといっしょでしょ？

どーしてわからないかな・・・
水凍らせるときだって、氷温より高い温度からはじめても
単結晶になるときとならないときがあるんだよ。
それは、内部の分子配置の問題なんだけどな！

ゲルだから結晶とはちょっと違うような....

>>364
あのなあバカ、

>水凍らせるときだって、氷温より高い温度からはじめても
>単結晶になるときとならないときがあるんだよ。

氷温より高い温度から初めても冷やす速度によって結晶構造がかわるってことだろ？

で、ゲルの場合は、ある程度の（凝固点以上の）温度まで冷やす速度が
バッファー入れる場合と入れない場合で違うわけだけど、
そこから凝固点に向かってさらに凝固点以下になる速度は
どっちでもいっしょだろうが？

ああ？ｺﾞﾙｱ

365に同意。
感覚的には速く固めたゲルって平気なのかな？とは思うのだけれど、
なぜかアガロースでもSDS-PAGEでも、速く固めて泳動が乱れる傾向が
あったことは経験的には感じられない。
泡は思いきり有害だったが。

>>367
ゲルになったときの網目構造そのものがそんなに規則的な配置
なわけじゃないから早くても遅くても固まれば同じだ。

ゲルを顕微鏡で見たことある？
ホント気まぐれ蜘蛛の巣状態。w

ミニゲル装置の板を組み立てて50℃くらいの乾燥機に入れておいて、まだかなり板の温度が高い状態で
lower gel溶液を流し込んだら、もの凄い勢いで固まった（１〜２分ぐらい？）。
うまく行かないのを覚悟で使ってみたら、普通に作ったときとそれほど変わらなかった。
まあ温度が不均一なところで固めるとよくないのかも。

デオキシコール酸はミセルサイズが小さいのでSDS-PAGEと同じレシピで
SDSをデオキシコール酸ナトリウムに置き換えたもので電気泳動すると
低分子量タンパク質やリポ多糖も高い分解能で分けられるそうだ。

NaDoc使う時の濃度が知りたい

>>366のいいぶんはぜんぜんわからん頭悪いな
>>367-368の答えならナットク。きれいな結晶構造は最初から期待されてない、と。

いや、頭悪いのは>>367-368,372だろうな
>>366は、仮にゲルが>>362の言うように、水の様に氷点付近の冷却速度によって結晶構造が変わるとしても、
その冷却速度はバッファーを入れる事では変わらないといっているだけ。
>>367-368,372は>>362を単に無視して関係ないって言ってるだけ。

>>373　やっぱりあんたには良くわからないらしいｗ
凝固温度以下のバッファを入れて変化がないわけないだろ。

熱いゲルに凝固点以下のバッファー入れて混ぜたら凝固点以上だろw？

熱いゲル　・・・固まる前はゾル

http://www.agemasukudasai.com/bloom/

>>375
そのときに、見かけ上かたまってなくても分子構造ができてる可能性がある。

ま、結論は「そんなのは問題にならない」だからもうどうでもいい。

>>371
370に
> SDS-PAGEと同じレシピでSDSをデオキシコール酸ナトリウムに
> 置き換えたもので電気泳動すると
とあるので、1%。
本当にできるかは、知らない。

まあまあ。でんきえいどー話でもしましょうや。

じゃあ、また安くミューピッドを作る話でも?

用意するもの
ー　耐圧250Vくらいのダイオードブリッジ　なんでもいい　￥５０−２００
ー　スズメッキ線　φ0.8くらい。太目が良い　￥３００／２ｍ
ー　タッパーウェア　￥１０５　＠百円ショップ
ー　安全ヒューズ　２５０V１A　￥３０
ー　ヒューズケース（ヒューズとサイズの合うもの）　￥５０
ー　ネオンランプ（通電確認用）　￥２００
　　　＊発光ダイオード（￥５０＋５００Ω抵抗器￥１０でも可）
ー　電気工作用半田ごて　（お好みによる）￥１０００−２０００
ー　はんだ　￥２００
ー　電源コード　￥７０　＠秋月電子　￥１０５　＠100円ショップ
ー　工作の腕　プライスレス

つくりかた
材料を全部集めて、適当に半田付けする。
通電テストを行ってみる。
うまく動作したらOK。
うまく動作しないときは、間違いがない稼動確認する。

それだと自腹か？

懐かしいな自作話。
当時は回路図をカキコした奴もいたな。

>>381
白金線じゃなくてスズメッキ線で大丈夫なのか？

100Vモードはどうやってつくるのかねえ。
電気回路に詳しい人、情報きぼん。

>>382　部品代で請求できるでしょ。
>>383　回路図なんていうほどのたいしたもんじゃないっす。線つなぐだけ。
>>384　まあ、白金使うと高いから。太いの使えば大丈夫。だめになったら交換
>>385　１００Vモードの説明ですよん。５０Vモードも欲しいの?

>>381 赤貧自慢スレにも書き込んどいてくださいｗ

>>387　かってにこぴぺしといてください。

でもじつは、

＞ー　工作の腕　プライスレス

ここがミソだったり。ｗ

>386
そうそう。間違えました。50Vモードのこと。
電気回路に弱い人間としては、どうやって電圧落とすかよくわかって
なかったりします。

５０Vモードは実は５０Vじゃありません。
交流の一方のみを使って実効電力を半分にしてます。

したがって

　　電源（〜）　−　ダイオード　ー　泳動槽　−　（〜）電源

でOK。途中にヒューズやパイロットランプをつけるともっと良いが、
まあ、その辺は飾り。

50Vは半波整流、100Vは全波整流なんだよね。
50V作るのは簡単だが、100V作るのはちと面倒だな。
もっともmupidなんか作らないからどっちでもいいけど。

ところで、mupidでの流れ方は関東と関西で違ったりするのだろうか。

100Vもダイオードブリッジというひとつの素子になってるから簡単だよ。
4つの端子がついてて、交流に接続する端子×2＋＋、−の端子がある。
使い方はホントにつなぐだけ。

mupidの流れ方は基本的に同じだと思う。
そんなルーチンのこといちいち変更しないでしょ。
ラボによっては間違わないようスイッチをテープで固定してるよ。
てか、アノスイッチあるだけ無駄。逆にしたかったらゲルの向きを
変えればｲｲだけだから。

>392
いや、60Hzと50Hz、110Vと100Vということで、まあちょっと冗談の
つもりだったのだが。すまん。

ところで、そのダイオードブリッジって普通に売ってるの？
最近電子工作しないからとんとうとくって。

#15年ほど前に全波整流回路を自作したことがあったなあ・・・。

ああ、なるほど(苦笑
ところで関西って１１０Vなの？

ダイオードブリッジは普通にパーツやさんで売ってるよ。
昨日の割にはごついパッケージだからダイオード組み合わせて
作ったほうがすっきりコンパクトかもしれないけれど。

PAGE用の電源をうまくMupidにつないで使うことはできるでしょうか。
（ショートなどの対策もなされていて性能もいい気がする）
安上がりということでは、最近捨ててあることも多いPC用の電源を
Mupidに使う方法があったら、規格も一定のようだし皆が使えそうな。

（＾＾）

ヽ（｀д′）ノ

>>395
そこまでするならサブマリン型泳動槽つかったら？（ｗ

安定電源でなくても、DNAの泳動目的にはまったく問題ないってことが
ミューピッドのキモだってことを理解できないんだったらさ。
なお、検証実験で泳動パターンに差がないことも示されてるよ。

それとPC用電源でやるのはかまわないけど、エラく遅い泳動になりそうだね。

エイドウ中にDyeが薄くなっていって見えなくなるわけだが、いかがしたものか。。

開いてるレーンにDyeだけ大量に流せやボケ

Dyeの濃度を濃くすればｲｲだけじゃん

そゆもんなのか？

そゆもんだな
でも
できれば>>400のほうがよろしいかと

>>399はアガロースのことを言っているのだろうけど
もしそうなら>>401だとバンドがシャープでないことがある

どうしても空きレーンがないなら
ＢＰＢをいっぱい入れたｄｙｅを作れば？

>>403
ありがとうございます。
ご指摘の方法でやってみます。

MUPIDでの泳動に一時間かかるのって正常？

実験条件を何一つ書かずにそういう質問をする405は異常。

100V 0.7% RT 1-10kb ->25min
100V 1.5% RT 500-2000bp ->30min
50V 2% chilled ca.500bp ->2hrs

バッファーの種類と濃度は？

1 x ＴＡＥ

アガロースの代わりにアガーを使ってはダメなのでしょうか。
もし大丈夫なら、なぜわざわざ高いアガロースを使うの?
もしだめなら、なぜだめ？

うちは寒天粉末だよ
ただ分離能に問題が無いとは言い切れないと思う
（アガロースとの差を試した事無いけど）
300bpとかは観察に辛いかな

エチブロ染色なんですがDIG染色ってこれに比べて
観察しやすいですか？
やっぱアクリルアミドがｻｲｺｰなんですか？

フラグメントを精製したいとき、アガーだと制限酵素などの阻害物質がいっしょに精製されてくるとか
サイズの確認のためだけならやっすいアガーで十分かもしれないし、サイズだけ見たいような場合には分離能がむしろ重要になってくるかもしれないわけで
そもそも両方使ってて混ざったり区別できなくなったりするといやなわけで

じゃ、回収しない場合は高いアガロース使う理由はないの??
なんのために研究費どぶに捨ててるんだろうな･･･

料理用の寒天ならさらに安いかも。

ところてんで電気泳動とか。

★あなたのお悩み解決致します！！
◎浮気素行調査
彼氏、彼女、妻、夫の浮気を調査致します！！
◎盗聴器盗撮機発見
あなたの部屋に誰かが仕掛けているかも！！
◎行方調査
行方不明になっている家族の消息を調査致します！！
◎電話番号から住所割り出し
一般電話、携帯から住所を割り出し致します！！
◎ストーカー対策
社会問題ともなっているストーカーを撃退致します！！
その他人生相談からどんなお悩みでも解決いたします！！
　２４時間受付　　０９０−８５０５−３０８６
ＵＲＬ　　http://www.h5.dion.ne.jp/~grobal/
メール　　[email protected]
　　　グローバル探偵事務局　

>>413
コンストラクションエラーに由来する0.1kbの移動度の違いに気がつかな
かったり、実はある200bpのバンドをないと誤認したり、exoのコンタミ
で断片長が短く出たり、写真を撮るときにゲルを砕いてしまったり、
バックが高いせいで薄バンドを見落としたり、endoのコンタミを制限
酵素のスター活性と誤認したり、

そういった諸々の可能性を避けたい人はアガロースを使うんじゃない？
あえてアガーを使うという漢はそれでよいかと。

アガーだとそんなに不都合なの?
壊れやすい問題については、プラスチックのサポートをつければすむのではないかと。
分解能の方はそんなに問題があるの???
バックグラウンドの高さ、つまり透明度のほうはどうにもならないのかな？
ところてんはずいぶん透明なようだが。

誰か教えてください
何処のﾒｰｶｰかわからないのですが、泳動時間が15分位　ウェスタンブロッティングが
20分位で可能な電気泳動装置があるらしいのですが知りませんか？
もしかしたら海外物かも知れません
宜しくお願い致します

ここ２、３ヶ月以内の実験医学か細胞工学に
記事が出ていたハズです。
同じものかなあ。
うちのラボでも話題にはなりましたが、
購入には至りませんでしたが。

417.418>>
電圧上げてるだけじゃない？
うちでも昔いろいろためしたけど
きれいに泳動できないだよ
短時間で終わらせるためには諸刃の剣

>>419
適当な事しか答えられないなら答えるなと何回言えばわかるんだ（w

>419
どこだったかなあ？思いだせんが、あるよ。うちはデモしてもらった。
確かに速い。ガラスプレートを薄くして冷却効果を上げてるのと、
ゲルの泳同距離もすごく短くなってる。業者曰く、バンドがシャープだから
距離が短くても分離に問題はないと。

ただ、ゲル板が特殊で、precastしか使えない。業者曰く、そこで利益を
出したいんだと。ゲルを自作できるかどうか試したあげく、購入を止めた。
結局45分が20分になっても大したことないし、泳動中は別の作業してるし、
ゲルがすごく小さいから、やはり分離が心配だったので。

もしかしたら別の器械があるのかもしれないけどね。

適当なコトしか答えられなくてすまん。>420

421＞
かなり気になる！メーカー教えてください
　「ガラスプレートを薄くして冷却効果を上げてる」
これって冷却循環式？ですか

ひょっとして　ATTO　でしたけ？

ATTOじゃないのは確かですよ、カタカナの社名だったはずだけどなあ。
その会社の日本語のHPもあったような....
他の方が先にレスしちゃうかもしれないけど、おいらも調べて見ます。

DRC株式会社だよ

ここにちょっと載ってる
ttp://www.millipore.com/nihon/labwater/labwsite.nsf/files/Application%20Notebook/$file/AP17.pdf

後実験医学のvol20.No13 p1913-1917らしい

ttp://www.drc2002.com/

皆さん御情報有難うございました　417です
早速ＨＰ見てみましたが、どなたか使われている方はいらっしゃいますでしょうか？
すごく画期的なのですが本当にカタログスペックどうりか気になります
もし本当ならすごい装置ですね
ちなみにprecastのみなのですか？自分で作れると有りがたいのですが

>428
早いし綺麗だよ。時間もカタログ通りです。
ゲルが安くなれば最高だけど。

縦が全部で4cmしかないよ。それほど革命的に速いとも思えんのだが。
attoの縦9cmのでも50分だからちっとばかし速いだけだよ。

＞429
ブロッティングの方はどうなの？
早いみたいだけど
できれば使い勝手とかもしりたいな

>430
泳動が凄い綺麗だよ。
4cmのだけじゃないし。

>431
早いです。
殆どタンパクがゲルに残らず、高分子も綺麗にトランスファーされます。
使い勝手って言うのは？どういうことが知りたいの？

>426
バイヲインホマテクス特集号ですね。
広告かと思ったらクロウズアプ実験法のコーナーだった。
別冊の特集号出るんでしたけ？

業者が一人混じってるな・・・。

Mupid の広告に、SDS-PAGE, アクリルアミドゲル電気泳動も水平型泳動槽でできると書いてあったのですが、ほんとですか？

>434
ほら、売れなきゃ困るわけだし。

>435
できるらしいけど、ゲル作るのがめちゃ大変そう。
そういやＭｕｐｉｄ用？プレキャストゲルが出てるみたいよ。

>434
429 432
が業者って言いたいの？
両方私だけど、業者じゃないよ。
何でも穿った見方ばっかりしてるのかな？
聞いている人が居たから知ってることを答えたら
業者扱いですか。

>437
相手にせずいきましょう
私も昨年から使ってますが非常に良い泳動槽です

エイドウガミダレル…

>437,438
いや、いかんせん短いよ。たしかにきれいではあるが、じゃあ
例えばBioRadの装置と比べて、よりきれいかっていえばそんなことはない。
早さが決定的に重要なら買えばいいと思うけど、40分が20分になったから
といって、漏れは7cmのゲルから4cmのゲルに乗り換える気にはならな
かった。（あくまで漏れはね）あれではリン酸化のバンドシフトとか
きついだろうな。

>435
出来るかと言えば出来ると言う答えになるけど、実用上は無理だと思う。
少なくとも漏れはあの装置で使い物になるAAのゲルは作れなかった。
precastはあるの？あるなら、それは使ったこと無いから知らないけど。

独り言だが、ノーザン・サザンなんかの時に、Ｘ線フィルムをオートラカセットにセットする暗室・・・研究室にほしかったな。セットするためだけに10分ぐらい歩いて借りに行ってたよ。

庵室ナシで使えるプレキャストX線フィルムが欲しいよね。

片道１０分かかるなら、暗室で現像機も借りてきた方がよいのでは（あるなら）。

>>441　簡易暗袋でよければ3万円くらいでないか？

おまいらまだ暗室でやってますか？

どこでやるの？
あのコンピュータイメージング？
あれって感度悪そう

ノザン・サザンのX線フィルムといえば、よく-80℃にカセットごと入れてるのは実際のところ効果あるの？
霜に埋もれたカセットが山積みのフリーザーとかあるんだが。

32Pとかしかやってないけどイメージングプレート感度(・∀・)イイ!!と思うよ

BASのスクリーンてTyphoonとかでも使えるのでしょうか？
誰か試した人いませんか？

プレートが壊れるのも機械が壊れるのもどちらもやだ

http://www.kenmon.net/
↑
これってアリ？

>>449
Basのをタイフーンにはつかえたぞ。
タイフーンについてくるやつは厚みが違うのでＢａｓには無理っぽいが。

>>447
漏れ窮等ー苦労人具嫁。原理書いてあるぞ。
ま、-80度程度で期待したような効果があるかどうかは疑問なわけだが。
感度の面ではBASの方がよいよん。解像度はまあまあなんだが。

モレキュラークローニングにかいてあるような原理は
実際役に立たなかったり、逆効果だったりするからな。
知ってるのと知らないのとは大違いだろうが

age

Mupi

>>454
じゃー何を読んだらよいか教えてくだつぁい。

銀染めんどい・・・・

>>458
サンプル薄いor少ないならば、しゃーないよ

458は故郷に（・∀・）ｶｴﾚ!!

>>458
銅染色なら楽だよ。
10分で終了する。
感度は銀ほどはないけどCBBよりははるかに高い。
ゲルは乾燥できないけど、イメージスキャナーで読み込めばいい。

調べてみたら自動銀染色マシンなんてのもありますね･･･。
http://www.atto.co.jp/AE-6630.htm

>>461
よかったら銅染色の方法を教えていただけますか？
参考文献でもいいです。

うちでは銀染したゲルは
ハイポで定着したあと
ハイブリバッグにミリＱ水と一緒に封入して保管してます
クッキーかなんかの入ってたブリキの箱に入れるとよい
１年ぐらいは大丈夫

>>462
バイオラッドとかのカタログにのってるよ。
googleで"copper stain"を検索したらいいかも。

もしかして、タンパクのSDS-PAGEの話じゃなかったかな？

cuppreってネガティブステインじゃなかったっけ？
CBBよりも感度出る？

cuppre->copper
typoにも程がある

>>465
正解。ネガティブステインです。

感度は、どうやって可視化するかによるよ。
ゲルそのものを見ても見にくくて、高感度だと思えないかもしれない。

透過原稿ユニットつきのイメージスキャナーでぬれたまたスキャンすると、
CBBとは比較にならないくらい、少ない量のタンパクのバンドまで見える。
（CBB染色でも、ゲルそのものよりスキャンしたほうが、だいぶ見やすくなる）

(銅はCuだから、ついついCupperって書いちゃうよな)

つっても元素記号Cuなわけでし

ローディングバッファが原因で泳動乱れる現象が、M4質問スレで報告されました。

>>467
にゃるほどね。スキャンすればいいのか。勉強になったよ。
CBBだと透過原稿でスキャンはよくやってるがネガティブステインは
そもそも感度でないとおもてたよ。

ところでZnとCuだとどっちが感度高いのでしょう。

>>469　何の泳動じゃ？

>>470
すまん。Znやったことない。

アガロース電気泳動でゲルの左右で泳動速度が違うのですが
何が原因ですか？どうしたら直りますか？

>>473
TBEでやってるのなら、１回だけでもいいからＴＡＥに変えて泳動してみ。
ＴＢＥによる白金線の付着物が取れてちっとはマシになるから。

>>474
TAEでやっています。

>>473
水平じゃない（浅い方が速い）
or
泳動槽のクセ

ということは，泳動槽にクセがあった場合でも，どっちかに傾けたらその場はしのげる

>>474
その付着物って
どっち側（コネクタに近い方or先っぽ）に付きやすいですか？

http://www3.to/prking

>>473　熱、とか。

電圧下げるか、バッファーを倍に薄めたら？

俺も>>476に禿銅

今日も微妙に斜めに流れた。。

★あなたのお悩み解決致します！！
●浮気素行調査
彼氏、彼女、妻、夫の浮気を調査致します！！
●盗聴器盗撮機発見
あなたの部屋に誰かが仕掛けているかも！！
●行方調査
行方不明になっている家族の消息を調査致します！！
●電話番号から住所割り出し
一般電話、携帯から住所を割り出し致します！！
●ストーカー対策
社会問題ともなっているストーカーを撃退致します！！
その他人生相談からどんなお悩みでも解決いたします！！
　２４時間受付　　０９０−８５０５−３０８６
ＵＲＬ　　http://www.h5.dion.ne.jp/~grobal/
メール　　[email protected]
　　　グローバル探偵事務局　

>>481
白金線にトロトロしたものがついてないか確認してみて。

>>479
バッファー薄めるのにはどんな意味がありますか？

>>483
つ、ついてます・・これは何ですか？

>>484　電流を下げる＝泳道中の温度を下げる
>>485　ころいど

>>484 バッファーの節約

>>487
嘘つきは癌化のはじまり

ある意味正しいと思うが

1Xを基準にしたらどこまで薄めて平気？

>>488
ｵﾚ癌だらけだｗ

>>489
条件を振って試すべし

つまり明確には分からないってことね

まー素人はおとなしく１Ｘでやりなさいってことです。

厨房に電気ショック！

厨房濃度だけは薄められる限り薄めたいのだが。

ゲルもれてた・・・

うんこもれてた・・・

（＾＾）

（＾＾）

手回し発電機で電気泳動

サブマリン

（＾＾）

　　 ∧＿∧
　　（　　＾＾ ）＜ ぬるぽ（＾＾）

ゲルの写真ってどうやって残してる？
ポラロイドしかないのです。

>>505
わしはゲル撮影装置があるからそれで撮ってるよ。TIFデイタにもなるから
コンピュウターに入れてる。
まあポラロイドしかないならそれで保存するしかないじゃん。
たしか１３０円／枚だっけ？ちょっと高いけどね。

昔、金がなかったのでポラロイド写真はここぞというときに
しか撮れず、普段はノートにスケッチしてましたが…

みんなデジカメくらい持ってるだろ？

けーたいの椰子なら…

ユーブイ使わないイルミネータってどうよ？

感度悪いらしいじゃん。カタログ見た限りじゃ。

ダイプライマー法でシーケンスする場合、
どうして反応後、シーケンサーにかける前に熱変性させる必要があるんですか？

━―━―━―━―━―━―━―━―━[JR山崎駅（＾＾）]━―━―━―━―━―━―━―━―━―

高次構造をほどくためなり。

試しに処理しないで読んでみたらはっきり分かるだろう。

アマシャムのキットは熱変性いらないよ。

とは言うけどやったほうがよいぞ
ただし80度1分だ

はげしくどうい略して禿道

Deazaの時はするなよ。結果が悪くなる。

バイトみっけた。１０００円もらえるってさ。
http://nigiwai.net/windstorm/

分かりました、レポートで出されて困ってたんです。
ありがとうございました。

こんなだから質問に答えるのはアホらしくなるよな。
質問スレにいけよ。
つーか、レポートは自力でやれ。

昨日の地震で上部槽からたっぷんたっぷんバッファがこぼれた

　　　 　∧＿∧
ﾋﾟｭ.ｰ　(　　＾＾ ） ＜これからも僕を応援して下さいね（＾＾）。
　　＝〔~∪￣￣〕
　　＝ ◎――◎ 　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　山崎渉

携帯ゲーム機"プレイステーションポータブル(PSP)

　このPSPは、新規格UMD(ユニバーサルメディアディスク)というディスクを利用しており、そのサイズは直径6cmととても小さい(CDの半分程度)。 容量は1.8GBとなっている。
画面は4.5インチのTFT液晶で、480px x 272px(16:9)。MPEG4の再生やポリゴンも表示可能。外部端子として、USB2.0とメモリースティックコネクタが用意されているという。

この際、スク・エニもGBAからPSPに乗り換えたらどうでしょう。スク・エニの場合、PSPの方が実力を出しやすいような気がするんですが。
任天堂が携帯ゲーム機で圧倒的なシェアをもってるなら、スク・エニがそれを崩してみるのもおもしろいですし。かつて、PS人気の引き金となったFF７のように。

?

380 kDaもあるような高分子タンパク(DNA-PK, Brca2)などは
電気泳動で分離できますか?
膜に転写させてウエスタンとかできるのかな。

みてね〜♪
http://www1.free-city.net/home/s-rf9/page002.html

SIGMAのSDS-PAGEのマーカーの作り方教えてください

溶かすだけでOKなのでしょうか？

>>529 つうか、説明書に書いてあるだろ。一瓶に見ず100μだっけ？
うちでは同じ量の50%グリセロールでさらに薄めて使ってるけど

あと、溶かした後は要凍結。

>>530
説明書なくしてしまったのれす・・・・
ありがとうございました

>>529
どのマーカーだ？プレステインドのやつならもうちょっとややこしいぞ。
8M Ureaに溶かした後サンプルバッファを足すのだ。

　__∧＿∧_
　|（　　＾＾ ）|　＜寝るぽ（＾＾）
　|＼⌒⌒⌒＼
　＼ |⌒⌒⌒~|　　　　　　　　　山崎渉
　　 ~￣￣￣￣

皆さんゲル中にエチブロいれて泳動してます？なんか泳動槽が汚染されそうでいやなんですが。

DRCの15分で終わるよ

　__∧＿∧_
　|（　　＾＾ ）|　＜寝るぽ（＾＾）
　|＼⌒⌒⌒＼
　＼ |⌒⌒⌒~|　　　　　　　　　山崎渉
　　 ~￣￣￣￣

ハッキリ言ってアメリカなどの多民族国家では黒人の方がアジア人よりもずっと立場は上だよ。
貧弱で弱弱しく、アグレッシブさに欠け、醜いアジア人は黒人のストレス解消のいい的。
黒人は有名スポーツ選手、ミュージシャンを多数輩出してるし、アジア人はかなり彼らに見下されている。
(黒人は白人には頭があがらないため日系料理天などの日本人店員相手に威張り散らしてストレス解消する。
また、日本女はすぐヤラせてくれる肉便器としてとおっている。
「○ドルでどうだ？(俺を買え）」と逆売春を持ちかける黒人男性も多い。）
彼らの見ていないところでこそこそ陰口しか叩けない日本人は滑稽。

試料を流すときにリン酸基の数ってなにか関係したりします？

試料が分離ゲルの始めの辺りで根ずまりしたみたいになって綺麗にながれないのです
因みに試料は市販品。リン酸基の数は１つで、尿素や、酸なんかは入っていないハズ

マーカなんぞ買いやがって小ブルめ
うちの部屋は古い論文集めて各マーカの単離からやってたぞ
買ったほうが安かったんじゃないか

泳動槽が汚染が嫌？
泳動バッファに思いっきりEtBr突っ込んでますが
何やる検体でも後染色なんてしませんよ

等電点かSDSかどっちよ？>>538
汚いサンプルか純化したのかどっちよ？
前者なら精製段階と由来生物と由来組織何よ？

EtBr前染色って
泳動象が乱れるからやだ

>>541
使用しているサンプルは市販品のＫカゼイン、牛乳由来の奴。
ＳＤＳ−ＰＡＧＥでゲルは１５％の分離ゲルと、４％の濃縮ゲルを使ってます

α、βカゼインも同じゲルで流してるけどΚだけが上手く流れてくれないのです。（３回試しましたが…）

４％で流れてんだから濃縮ゲルを８−１０％くらいまで落としてみては？

それでうまくいったらプレゼン用は勾配ゲルにする

SDS-PAGEで、リパーゼのバンドが見えないのですが、
なんででしょう？
疎水き多いと流れないの？

濃縮ゲルと分離ゲルの境界が以上に濃いなら「詰まってる」
そうでない（通常程度）なら染まってない

タンパク質のPAGEなんだが(SDS/Native双方とも)
最近は濃縮ゲル層を作らず一層だけで流すようにしてる。

ウチも二種類調製するの面倒だから一種だけでやってる・・・二種作るつっても薄めてからアレ滴下してただけだけんど
これで問題ないのに今まで面倒なことやってたなあ

ＭｕｐｉｄＥＸ
激売れ予感age

エー？(;´Д`)

>>548 それホント？分離ゲルの組成でコームまで埋めちゃうの？きれいに泳動される？

実際既製品で売ってるじゃん

ああ
オリジナルの分離ゲルで埋まってるわけじゃないけどね

ううっ、すばらすぃ。文献教えてくだされ。

プリキャスト作ってるメーカのパテント。

特許って公開ですよね。どこを見れば出てますか？

東京特許許可局
うそ
特許庁

それだけじゃ検索できませぬ。出願人名もしくはキーワードを。

大量サンプルをアプライするときのコツは無いですか？
時間がかかって泳動槽にサンプルが拡散しちゃって…。

１時間かけたって拡散なんかしません。
手先がふるえて泳動槽ゆすってる？

>>560
アガロース電気泳動？
それなら串を細いやつにする

>>562
アガロース電気泳動です。もう串は細いんでこれ以上は無理かもしれません。
>>561
時間かけても拡散しないんですか…。泳動槽ゆするほど震えはしませんが
手は震えるので、それが原因かも…。細かい作業苦手なんです。でも、頑張らないとなぁ…。

loading bufferの組成って、glycerolいれすぎると
だめなんだよね〜

>>563
あんた
それ
ウェルの外にアプライしてますぜ
loading buffer多めに入れて色を濃くして確かめな

大量に サンプルあるなら ８連かな。

>563
あなたは学生ですか?どこぞの研究員ですか?
どちらにしても、そのくらいの実験を相談できる人は周りに
居ないのでしょうか?2ちゃんで質問するより周りに相談したり
手伝ってもらったりしたほうが、断然早いと思うのだけど。

>>559
濃縮ゲルなしのゲル・スラブをオリジナル（ライセンストじゃなくて）で製造してる会社の名前を入れたら
すぐに出てくる

ウエルの穴の底に穴が開いているとみた>>563

「穴の穴の底に穴」にﾜﾛﾀ

頭痛が痛い？

I assume there's a loopHOLE on the bottom of the WELL of the WELL>>563

　　 ∩＿＿＿∩
　　 | ノ　　　　　 ヽ
　　/　　●　　　● |　クマシ──！！
　 |　　　　( _●_)　 ミ
　彡､　　　|∪|　　､｀＼
/　＿＿　 ヽノ　/´>　 )
(＿＿＿）　　　/　(_／
　|　　　　　　 /
　|　　／＼　＼
　|　/　　　 )　 )
　∪　　　 （　 ＼
　　　　　　 ＼＿)

クーマシーが正式！

熊氏

シグマのマーカーを購入したのですが、説明書がついてなかったのです。
説明書ってどうやって手にいれるのでしょうか？
教えて頂きたいです。宜しくおねがいします。

λHindIIIとかだったら
どつきますよ

タンパク質か核酸かわからんけど、とにかく５μｌ流してみ

英語がさっぱりの学部生です。
SIGMAのHIGH RANGEマーカーの使い方が不明です。
教えていただけませんでしょうか。
100μの水に溶かしてからどうしたらいいんでしょうか？
グリセロールとメルカプト、アプライ前に加熱といった処理はこのマーカーの場合いるのでしょうか？
教えて下さい。よろしくお願いします。

>>579
あのね、人には聞き方ってものがあるんだよ。
そのシグマのマーカーが何か分からないけど、タンパク質？それともDNA or RNA?
タンパク質だったらレムリーのサンプルバッファー（普通のSDS sample buffer）
に適量とかして加熱してアプライ。もう既に解けてあるなら必要ない。
それくらい書いてある。書いてなかったらサポートに電話しろ。

DNAだったら普通のDNA用のサンプルバッファー加えて泳動。
量は適量が書いてあるでしょ。なかったらタンパクなら１バンド１マイクログラムぐらい。
CBBで染めるならね。銀染色なら忘れた。どっかのプロとコールみて。
DNAなら一般的に総量１００ー２００マイクログラムぐらいかな。
分からなかったら濃度振れ。

わかったら、こんなこと二度と質問するな。

タンパク質マーカーの欠点はLaemmliに溶かさずそのままアプライしても
それなりに泳動されてしまうことだな。

？？？
還元剤だけで充分だろ

こういうところで質問するより研究室の先輩とかボスとかに聞いたほうが早いんでないの？
なぜわざわざ煽られるとわかっててここで聞くのだろう

>>583
先輩もボスも知らない状況があり得る。
信じられないかもしれないけど、あり得る。

僕の場合冷蔵庫に入れて冷やしてから使う。
一度電気泳動したら終わり。二度目なんかない。
だから効率悪くなるから買ったよ自腹で+2〜3台。
ちなみに泳動中の温度上昇も気になるのでクーラー買ったよ!悪いか。
溶液も5�g作りおきし使用している。濃度の誤差防止。

すみません、このスレ一通り読んだのですがイマイチわかりません。
本を読んでもどうも探しているのが見つかりません。

_電気泳動はどういう目的でこんな方法考えたのでしょうか？
_Mupidとは製品の名前なのでしょうか？それともメーカー名なのでしょうか？
_バンドとはレーン１列を指すのか、全列を指すのか、移動したもの一つを指すものなのでしょうか？
_形質転換効率を求めて何がしたいのでしょうか？

>>586
バーカ

>>587
幼稚園児みたいだなお前ｗ

今AFLPをRIラベルで行っていますが、バックが高くてバンドがはっきり見えません。
7％アクリルアミドのシーケンスゲルで流しているんですが、
全体的なバックではなく、レーンのところだけが汚いんです。

ちなみに、プライマーに33Pラベルで、
泳動は冷やしながら10時間くらいです。
7％ウレア入りアクリルアミドですが、脱気はしていません。

何か解決法がわかる人がいたらおしえてください。

そういえば、前いた研究室で37度でAFLPの泳動をしていたんですが、
温めたほうが良いんでしょうか？
ウレアが析出しないようにするだけ？

_電気泳動はどういう目的でこんな方法考えたのでしょうか？

分離、精製、定性、定量、、、

_Mupidとは製品の名前なのでしょうか？それともメーカー名なのでしょうか？

googleに放り込めよ

_バンドとはレーン１列を指すのか、全列を指すのか、移動したもの一つを指すものなのでしょうか？

各トラック（レーン、スロット）内の各帯（おび）

_形質転換効率を求めて何がしたいのでしょうか？

低いより高いほうがええやん。低すぎたら目的のものが取れん

>>589
汚いってどういうふうに？スメア？

＞全体的なバックではなく、レーンのところだけが汚いんです。
まあ，スメアやろな

ウレアゲルを冷やすってのは常識にはずれてるので
とりあえず冷やすのやめてみたら？

>>589
　サンプルをロードする前にウェルをよく洗う
　サンプル量を減らしてみる
　流し込んでから４時間室温で放置
　冷却しないで泳動（室温よりやや上）

591,592,593さん，ありがとうございます．

＞591さん
う〜ん，スメアみたいな感じでしょうか
全体的にレーンのところにのみバックがあります．
バンドはちゃんとでているので，分解されてる訳じゃないと思うんですが…．

＞592さん
やっぱ，ウレアゲルは冷やしちゃいけないんですね．
参考になります．
でも，1600ｖで流しているので，だいぶゲル板が熱くなって
ちょっと心配です，大丈夫ですか？

＞593さん
サンプルは減らしてみようと思います．
アプライしてから4時間放置なんて初めて聞きました！！
拡散してしまったりしないんですか？

ちなみに，冷やしてるっていっても扇風機です（＾＾；

>595
シーケンスゲルなんだから，シーケンスと同じ。
扇風機で放熱しなくてもゲルが薄いので大丈夫では？
シーケンスのときはむしろ50度にあっためてるほどだし・・・
あと4時間放置って・・・ゲルを流し込んでから固まるまで放置しろってことでは？

>596さん
あ，そういうことですか（＾＾；
さすがにアプライ後放置はまずいですね．
オーバーナイトで固めてもいいでしょうかねぇ？

酵素反応液のままサンプルアプライしてない？

>>597
乾燥しないよう露出面をバッファで濡らしたキム○○○で覆えばＯＫ。
それから酵素反応液のままでもそれほどひどい泳動にはならない。
温度は異常に高くなるとどうだか分からないが、大事なのは泳動中全面が
均一な温度になるようにすること。

>599さん
今はラップで覆って横にして固めているんですが、
濡らしたキムタオルで包んでみます。

あと、スマイリングしちゃうんですが、これも温度のせいでしょうか？

酵素液のまま以外だとどうするんですか？
エタ沈？

ラップで十分でしょ
スマイリングは真ん中と端っこの温度むら
ジャケットタイプにしる

末広がりになるのは横漏れしているのも関係している。

ラップだと季節環境によっては末端がいびつになり気泡が
入るためおすすめできません。

他には…
ゲル板及びスペーサーはこれでもかというくらいキレイにしましょう。
折れていたり、ゲルカスがついていると漏れの原因になります。
ゲル反応液はよく混ぜて流し込みましょう。ただし気泡が入らないよう。
急がなくてもすぐには固まりません。

未だに､電気泳動しててノーベル賞でもとれるのでしょうか？

すいませんだれか今いますか？たすけて

　　 ∩＿＿＿∩
　　 | ノ　　　　　 ヽ
　　/　　●　　　● |　
　 |　　　　( _●_)　 ミ
　彡､　　　|∪|　　､｀＼
/　＿＿　 ヽノ　/´>　 )
(＿＿＿）　　　/　(_／
　|　　　　　　 /
　|　　／＼　＼
　|　/　　　 )　 )
　∪　　　 （　 ＼
　　　　　　 ＼＿)

いる？

横漏れ！
温度むら！
スペーサーのごみ！！
なんか、知らないことばっかでした。
色々直すところがありそうです･･･(><)
今度こそうまくいくといいな！！

そういえば、AFLPの泳動って3〜4hrのプロトコルが多いけど、
何で短めなんでしょう？
乱れるの嫌で10時間くらい低電圧で流してたんですが･･･
もしや間違っていますか！？

はい（きっぱり）
ウレアゲルで流すということは
せいぜい１ｋまでの断片を１本鎖で見るってことでしょう
だったら
低電圧＋扇風機＝低温＝変成不完全＝部分的２本鎖＝スメア
です

がーん！！
色々間違ってたんですね。
だいぶショックです･･･(ToT)

色々ありがとうございます、
再チャレンジします。

SDS泳動でどうもゲルが上手く固まらないんですけど、どうしたらいいですかね？教えて頂け
ると光栄です。

どううまく固まらないの?

10%APSは毎回新しいのを作る

脱気をする

RNaseをいれるとなんか変わるものなのでしょうか？

>>614

APSは粉を目分量で入れる。これ最強！

てか
APSをスパーテルで適当にとって（１回分＋α）
風袋引きしたエッペンチューブに入れて重さ（ｍｇ）を計って
用時にその１０倍（μL）ミリＱを加えれば，，，
そゆのをたくさん作って冷蔵庫に入れておく

余ったAPS液は余ったゲルに入れて即硬ゲルにして
耳などに注いで型くずれを防ぐ

精子とｋくぁ？

泳動槽を冷やす。

冷やしすぎに注意
http://breakguideline.hp.infoseek.co.jp/flash/gyaku.swf

右手で何回も擦る。　煙が出るまで擦る。

擦りすぎに注意
http://japanbreakindstries.hp.infoseek.co.jp/chinko.mp3

あぼーん

以前AFLPの相談をした589です、だいぶきれいになった気がします！！
おかげさまです、有難うございました（＾＾）☆

でもなかなか安定した泳動ができません…(；；
どうしてもガタガタになってしまいます、
これはコームを抜く時に出来るウェルのゆがみのせいでしょうか？

質問だけど、シーケンシング用ゲルを今何に使ってるの？
ログさかのぼるの面倒だから書いて

やだ

はよ書けやｺﾗ

>質問だけど、シーケンシング用ゲルを今何に使ってるの？

私への質問でしょうか？ちがかったらごめんなさい･･･。
うちは、AFLP分析のバンド検出に使ってます（＾＾

あと５分だ。
あ、俺の電気泳動終わるの。それが終わってから帰ります。
良いお年を。

>>589
遅レスだが
アプライ直前にサンプルをちゃんと変成してる？

>>631
ちゃんと変性してますよ〜！！

ちゃんと脱気してる？

589もてまくりだな。

Ecor1で切断したﾌﾟﾗｽﾐﾄﾞ溶液はﾌﾟﾗｽﾐﾄﾞがなくなる以外に、何か変化はあるのでしょうか？
ちがったﾊﾞﾝﾄﾞが変わりに出るなど塩基対が増えるとか

それと、ﾊﾞﾝﾄﾞからどんなDNAの形とか分かるものなのでしょうか？

>>635
なに逝ってんだよ。
とにかく落ち着けって。大丈夫、みんなやさしいから。

電気泳動の目的は制限酵素（例えばEcoRIなど）を使って切断した時、その切断したDNAの中の目的のDNAを取り出すときに行う操作だね＾＾

>>637
そうなると、プラスミドの中の目的のDNAって何なのでしょうか？
元のプラスミドより塩基対が増えたバンドが出るのじゃないですか？

後、>>636さん
バンドからDNAの形は、どんな風なのかが分かるものなのでしょうか？　大体でいいから図で

マルチになりますが、こっちの方が合ってそうなのでこっちにも書きますね

電気泳動でﾌﾟﾗｽﾐﾄﾞの濃度と収量を求める方法ってどうやるのでしょうか？

インサートって何でしょうか？

>>634
可愛い女（想像）にはみんな親切。

>>638
だから落ち着けって！とりあえずイラストレイテッドっていう
実験のことをやさしく書いてある本があるから
それ読めって．それから質問を整理して何が聞きたいのかを理解して
書き込もうよ．な．

失礼ですが、ただわからないだけじゃないのでしょうか？

わからないだけだろうよ
質問してんだからここに答え書けばいいのに
本読めだとよ

じゃ
こーゆー話はどぉ？

λ-HindIII dig. には
23.13, 9.42, 6.56, 4.36, 2.32, 2.02, 0.56, 0.13kb
のバンドがある．

問い１　2.32kbのバンドは全体の何％のＤＮＡを含んでいるか？

問い２　濃度不明の1kbのＤＮＡ断片を含む溶液５μLと，
100ng/μLのλ-HindIII dig. １μLとを並べて泳動した．
エチブロの蛍光強度はλ-HindIII dig. の 2.32kbのバンド
よりも暗く 2.02kbのバンドより明るかった．
1kbのＤＮＡ断片の濃度を概算するといくらか？

>>645
問い１は
４．６％だろ

問い２の濃度は
100ng/ul以下だろ？

>>644
だって
近頃の学生さんって，装置やキットや酵素のマニュアルをほとんど読まないんだぜぇ
自分が使ってる酵素やバッファやプラスミドやプライマーの濃度を知らないで
先輩から伝わるぐちゃぐちゃの実験ノートから写したプロトコルに従って
わけもわからず実験してるから
いったんトラブったらたーいへんょ

本読めのどこがいかんのだよと小一時間（ｒｙ

>>647
マニュアルなんかないだろ
少なくとも俺んとこはそうだったぜ

バカか
アホか
うだうだ言う前に答えだけ書いてればいいんだよ

>>635
いやごめんな．別に本読めとかそういうことちゃうねん．
何を質問してるのか俺にはわからん．
だから君自身もどういう理由でそれが知りたいのかとか
何がわかっていて何がわからないのかを整理して欲しいなってことよ．
プラスミドが溶液からなくなるとか、塩基対が増えるとかって
どういうことよ？だから質問の目的くらいわかれば何とか類推して
答えるけどどうよ？

何がわからないのかわからないんじゃないの？
具体的に問題を書けば良いのに。

>>650
様は電気泳動したﾊﾞﾝﾄﾞから出てきた物の濃度を求めたいじゃないか？
それと収まってる量か

real-time PCRを使っているものなんですが、プラスミドからPCR産物のコピー数って
どのように計算したらいいのでしょうか？
どなたか知っていたらお願いします

っうーか
DNA量と収量って同じだよな？

電気泳動で収量を求める方法の答えは
>>645
の中にある

>>646
は問い１には答えたが
問い２にあの答えじゃトーシロだ罠

2.32kbのバンドは
23.13+9.42+6.56+4.36+2.32+2.02+0.56+0.13=48.5kbの4.8％
2.02kbのバンドは4.2％
だからそれぞれ4.8ngと4.2ngのＤＮＡを含んでいる．
全体で100ngアプライしたのだからな．

問題の溶液は，蛍光強度がその間というから，５uLでそれぐらいの量だということ．
１uLあたり0.84ng以上0.96ng以下ぐらい．
漏れなら約0.9ng，またはエイッと約1ngとしちゃうな．

エチブロの蛍光強度は塩基組成やなんかで若干違うから，
だから概算で，ということだ．

こんなのイラストレイテッドなんか読まなくても誰でも気がつくだろ？

ところが、
プラスミドみたいなｃｃはリニアな断片よりも
エチブロのインターカレートする量が少ないので、
普通のマーカーと並べても濃度はわからない。

シークエンスキットか何かにコントロールテンプレートの
プラスミドが付いてるやろ？
マニュアル見たら濃度とかも書いてあるやろ？

適当に３段階ぐらい希釈系列作って並べて泳動すればどや？
>>639

しかーし
ラムダのマーカーは２３キロと４キロがcosサイトでくっついてるから
エチブロの染まり方で濃度を決める方法には使えない．

>>657
熱加えればいいじゃん。

あ，
上のは２３キロと４キロのバンドは使えないという意味で，
ほかのバンドは使えますよ．

>>658
だめだね．完全には離れない．

>>648
そりゃひでーラボだな．

>>660
あのアガロース電気泳動ぐらいのいい加減さでは
そんなの問題にならないよ。

cc とかって何なの？

ＣＣ＝コイルドコイル＝嘘
ＳＣ＝スーパーコイル＝正解

ＭＣ＝モレキュラークローニング

昔ならまずこれを参照したんだが...　もうおっさんか。

インサート＋と−がコロニーにどういった影響を与えるのでしょうか

だめだ、、　最近、俺このスレの質問の意味がわからん・・

>>666
電気泳動となんの関係が・・

>>663
Closed Circular

CCCともゆーな
Covalent Closed (ry

>>635
ｃｃのプラスミドをEcoRIで切ったら分子量の大きい方にバンドが出たがなぜか，ってことだろ？

じゃあ，ｃｃのプラスミドを流したときに，ぶっといメインのバンドの上に薄く見えるバンドはなんでつか，ってこと．

native PAGEとSDS PAGEの違いみたいなもんか

589ﾀｿよりもヴァカのほうがもてもてだよ？

sc や ccの略は分かっても
スーパーコイルとかがなんなのかがわからないのですが…
DNAになぜそんなことがあるのでしょうか？

スーパーコイル DNAで検索してから言ってんの？

>>673
うん
それ自体マイナーだからかみつからない

>>672
ロープを
といってもモダンな編み編みロープぢゃなくて
旧式の２本のひもが撚り撚りになってるロープだよ

そのロープを撚れてる方向へさらにひねってみな
それとも反対の方向へひねってみな
何が起きるかな？

基本的な質問だと思ひますが、バッファーってなんですか？

>>676
緩衝液のこと。
高校の化学の教科書に載ってるよ。

おまいらつられすぎ

>>677
有難うございます。
バッファーは、MgCl2などが使はれるのですか？
すいません、何度も質問してしまって

バッファなんて言う必要ないやろ
緩衝液て言えばいい

結局、EcoR1処理したプラスミドはEcoR1がくっついてる分だけ
重くなるので移動しにくく実際の長さより
長いところにバンドが出るってことだよ、OK？

↑
釣りか？

　　　　　　　　　＼　　　∩─ｰ､ 　　　====
　　　　　　　　　　 ＼／　●　､_ ｀ヽ 　　======
　　　　　　　　　　　/ ＼(　●　 ● |つ
　　　　　　　　　　　|　　 X_入__ノ 　 ミ　　　そんなエサで俺様がクマ――！！
　　　　　　　　　　　 ､　(＿／　　　ノ　/⌒l
　　　　　　　　　　　 /＼＿＿＿ノﾞ＿/　 /　　=====
　　　　　　　　　 　 〈　　　　　　　　 ＿_ノ　　====
　　　　　　　　　　　 ＼　＼＿　　　　＼
　　　　　　　　　　　　　＼＿__）　　　　　＼　　　======　　　(´⌒
　　　　　　　　　　　　　　　　＼　　 ＿＿_ ＼＿＿　　(´⌒;;(´⌒;;
　　　　　　　　　　　　　　　　　 ＼＿＿＿）＿＿＿）(´;;⌒　 (´⌒;;　　ズザザザ
　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　　(´⌒;　(´⌒;;;

一口に緩衝液といっても
種類はそりゃあさまざまで緩衝作用をしめすものはいってりゃあ
なんでも緩衝液なんですかね？
TrisやらEDTAやら酢酸やらホウ酸はいってたりします。
電気泳動関連でMg2+入ってるかはわかりませぬ。

>>684
普通入れない。

法学部生ですが、教養で「自然科学実験」というのがあります。
今月は「分子生物学的手法」というサブタイトルで先週、プラスミド抽出と電気泳動実験をやりました。
そこで精製？したプラスミドを電気泳動したのですが、見た目が同じ濃さくらいのバンド？が
ひとつのトラックにふたつ出ました。
この部分は課題でないので、理由を教えてほしいのですが。
ちなみに次は制限ヌクレアーゼ処理というものをやります。
課題はこれを予習してくることですが、それはいいです。

>686
１種類のプラスミドが２種類の立体構造を形成することがよくあります。というか、むしろ普通そうなります。するとゲルの中での移動度に差が生じて２つのバンドとなって現れます。

>686
同じぐらいの濃さ，というのはあまりよろしくないですな．
操作の途中でＤＮＡに損傷を与えるようなことをしたんでしょう．
それとも，プラスミドを持っていた菌株がJM109とか，もっさい株．
>>655
>>656
>>663
>>668
>>669
あたりを見れ

JM109がもっさいｽﾄﾚｲﾝなら
お前のいけてるﾓﾉってなんだよ？

ねえねえ、みんなはゲル染色にはこだわってる？
エチブロ以外のヒトはいないかなあ。ちなみに、うちはビストラグリーン
使ってます。SYBRシリーズとかミューピッドブルー使ってるヒトいません
か？使用感はどうですか？

シャペロンにペプチドを結合させたところ、SDS-PAGE上（Nativeでも）
の移動度が増加したのですがなぜかわかりますか？

a

691
やったじゃないか！新発見だ！！

>>692
シャペロンは何でスカ？
ヒントくらさい。

＞693,694
これって重要なことなんですか？
たぶんペプチド結合サイトのプラス電荷が隠されるとか
単純な理由かと思ってたんだけど博論に書くには
もうちょっと気の利いた考察があったほうがいいかなーと
思って聞いてみたのですが・・・

>>690
サイバーグリーンは感度悪いよ。ＥｔＢｒ危ないっていうけど、感度抜群だよね。

>>691
SDSpageの移動度なんてコンフォメーションによって全然違うからねぇ。
reducingでやってんの？

>>696
どう考えても逆だろ？
サイバー＞エチブロ

>>695
修論じゃなくて博論なんすか？
SDS条件下では、リガンド類なんてくっついてられないと思うんすけど。
プロテアーゼのコンタミとかは考えられないんすよね。

>>696
SDS-PAGE、バッファー条件で移動度が変わるのはよく分かるけど、コンフォメーションなんかで変わることがあるんすか？S-S結合のことは別として。

>>698

SDS共存下でもアルカリフォスファテースはZnを結合するし、
カルモジュリンはcaを結合する。

>695
とっても低レベルそうなD論に仕上がりそうですね！

>>568さん
#559さんではないのですが、教えてください。検索できませんでした。
メーカーのイニシャルでも...。
お願いいたします。

へー　分離ゲルのみでもSDS-PAGEできるんですか。
私にも教えてください。

最近二次元HPLCとか業者がPRに来ているんですが
電気泳動の代わりになるって本当でつか？

本来のSDS-PAGEはリン酸バッファーの系で濃縮ゲルはなかった。
Davisの開発した濃縮ゲル付きnative PAGEにSDSを加えた物が
いまの標準的なSDS-PAGE

激しく低レベルな書き込みに溢れているな（w

えっへっへ
あっしらせいぜいそんな低レベルなところでうろちょろしてるんでやんすよ
ひとつ高レベルの書き込みってぇやつをお願いしますよ
だんな

デデデンデンデン

>690,696,697
サイバーグリーンはしばらく置かないと感度上がらないことないですか？
エチブロより感度いいけど、なんか使いづらい。。。

>>707
しばらくおくと感度が上昇するって、
どのような機構を想定しるの？

便食？

>>702
特許のDBで検索しろ。

>>707
エチブロより感度が良くて、バックグラウンドも少なく、定量性に優れたのって無いのか？

>>711
RIはだめ?

>>712
邪魔くさ杉

電気泳動でゲルをセットして穴のところに試料いれますよね

そこで、
マーカーをいれる場合でも、同じ試薬なのに入れる容量がちがうやつありますよね（３ｕｌと６ｕｌとか）
それって、なぜそういったことをするのでしょうか？
別にバンドのある位置は変わらないのですが・・・
後、サンプルを入れる時でも入れる量を増やしたり減らしたりすると、元のと比べてどうなるのでしょうか？

普通は量が多ければ、濃いバンドが出る。
マーカーも少ない量ですめば、お安くできる。
ゲルの大きさによっても違くなる。
塩基配列読む目的での電気泳動なら、量を変えることも
無いんだろうが、タンパク質の場合は用途によって量を変える。

>>715
量を変えると、マーカーから読みとる値も増やさない時と増やす時では変わるのでしょうか？

すみません、
電気泳動のアプライする量を、書かれていたのより
多くアプライしてしまったら、バンドの大きさ（DNAならDNA量）って変わりますか？？

あと、うまいことバンドの大きさを調節というか
大きすぎず小さすぎずとアプライする量をどうやって決めるのでしょうか？
理論的にわかるのかな

>>717
多くアプライしたら、単純に泳動するDNA量は多くなる。（本気で聞いてるのかな？）
DNA量が多いほどバンドは太く、濃くなる。（本気で聞いてるのかな？）
但し、余りに濃すぎた場合、スメアバンドになるので実際の分子量よりも大きく見えてしまう。
アプライ量を決めるのは、サンプルの濃度を吸光計で測定すればよい。（本気で聞いてるのかな？）
おおよその目安は0.1〜0.5μg程度。

>>718
すべて、本気です。すみません・・・
実際の分子量より大きく見えるのですか？？　少なくなるのではないのでしょうか？？

後、サンプルの濃度が分光光度計かで吸光度から分かるのなら
電気泳動する意味ってないのでは？？

あと、電気泳動はどれくらい分子量に誤差がるのでしょうか？

>>719
お前、痛すぎるぞ。
まずラボの先輩に聞け。

釣られるなよｗ

釣られるなよアホ

>>722
お前、痛すぎるぞ。

正直、お願いします・・・

>>724
いったい何が起こって、何を疑っているのか、何に困っているのかはっきりいわないと
何を質問しているのでさえわからない。
君はまず、人に質問するとき何を書くべきか、それを学習すべき。

>>719
試してみりゃいいじゃん
マーカーだけを普通の量と１０倍入れたのを並べて

アプライする量で、バンドの濃さつまりDNA量が変わるのはわかりました。

>>但し、余りに濃すぎた場合、スメアバンドになるので実際の分子量よりも大きく見えてしまう。
実際の分子量より大きく見えるのですか？？　少なくなるのではないのでしょうか？？

>>アプライ量を決めるのは、サンプルの濃度を吸光計で測定すればよい。
後、サンプルの濃度が分光光度計かで吸光度から分かるのなら
電気泳動する意味ってないのでは？？

あと、電気泳動はどれくらいDNA分子量に誤差がるのでしょうか？

>>726
学生だからそう簡単に試せないのです・・・・

>>727
＞後、サンプルの濃度が分光光度計かで吸光度から分かるのなら
＞電気泳動する意味ってないのでは？？

この一文がどうしても理解できない。
君はＤＮＡ全体の濃度を調べるために泳動しているのか？
いったい何のための電気泳動だと思う？

そもそも、学生なら先生がいるはず。そちらに聞いて見ることをお勧めする。
それと、「バイオ実験イラストレイテッド」シリーズ（別名良い子の絵本シリーズ）は良い本だから買って見ては？

>>727
> 実際の分子量より大きく見えるのですか？？　少なくなるのではないのでしょうか？？

大きいの反対語は小さい
少ないの反対語は多い

電気泳動は一体何のためにするのかと・・・・

核酸とかRNAとかタンパク質とか糖とかを分離するためのものじゃないのでしょうか
分子の大きさによって、ゲルの中をかいぐぐっていき

分子が大きいものはあまり進まず
小さいものは、下の方までいく。

バンドの大きさは分子のサイズ？？であって、あまり進まない大きいものほど大きい。
つまり、上の方から順番に下の方へと分子も小さくなっている。分子の大きさが、上から下意外の順番になることはない。

電気泳動をする目的は、とある未知の核酸なら核酸を分離して、どうするのだろう・・・
バンド見てどうすんだろう・・・・
混乱してきた

↑のが分かりにくいと思うので、簡単にいうと

例えば一つのレーンのバンドを見て、
普通、上から下にいくにつれて、バンドの濃さは薄くなっていくのと同時に細くなっていくのではないの？？


後、バンドに出てるのって分子量なのでしょうか？？
分子量って式量ともいいますよね　H2Oなら18　とか
それと一緒ってことですか？
分子量の定義がそれとは違うってことかな　だったらかなりややこしいい・・・

たびたび、すみませんが考えれば考えるほど混乱してくる・・・
本見ても、イマイチわからないし

>>730
バンドの大きさは、そのバンドのタンパク質なり何なりの量だよ。
分子サイズはバンドの位置。
ちなみに、電気泳動の方法によっては分子量以外の要素で
位置が変わるね。タンパク質のnative-PAGEとかね。

未知の核酸見っけたら、役割見つけて論文書く。
運がよければ大発見で、世の中に貢献。

電気泳動の意味なんて深く考えんなよ。
所詮はツールの一つなんだ。

>>732
親切にありがとうございました。
もう一杯一（ｒｙ

▼バンドの大きさが分子量とのことですが、バンドの位置（マーカーとその物質のバンドの位置）は特に見なくても求められるのかな？

▼分子サイズがバンドの位置とありますが、バンドの位置から分かるのは分子サイズってことですが、
一体どのくらい分子サイズが分かるのでしょうか？
ただ、これは大きい、小さいといった感じでしょうか？
バンドの位置が下の方なのに、それより上にあるバンドの方が分子量小さい（バンドの大きさが小さい）ってことはあり得るのでしょうか？
ゲルの網目状みたいな中を通っていくのだから、分子量が大きいとバンドの位置も上になるから
あり得ないように思えるのですが


▼もう、電気泳動で何を求めているのかが・・・・
分子量を求めているといってるけど、実際単位はｂｐなのでは？？

▼収量とは、最終的にでてきた物質の量のことでしょうか？

▼模式図と制限酵素地図の違いは一体どこ？？？？


今のところの最大の疑問・・・
漏れはもうダメです。

EtBrって有機なのでしょうか？？

あと、EtBrはなぜあんなに危険なの？

このスレ読んだら頭がクラクラしてきた…　釣りなんだよね、ね、ね

たぶん現場に出るまで感覚的には分からないと思うよ。１年くらいかかるかも。
実際やるのは確認作業としてくらいだし。

あぁ、１年の時から３年の時まで電気泳動ありそうだし
今の内に、解決しとかないとかなりやばいかなぁ・・・

>>734
それはDNAの間に入り込むんだぞ！こわいだぞ！
「どたまに手首つっこんで奥歯がたがた言わしたろか」
という罵倒より（正確にはなんていうんだっけ？）
「おまんのDNA二重らせんの塩基対一本一本の間にエチブロ
一個ずつ差し込んだろうか」「しかも丁寧に一個ずつー」
という罵倒の方が怖いね。怖いか？

１個ずつはさすがに入らんけどな

何塩基くらいにひとつかな？

>>738
アデニンとかの構造の中にエチブロがつくということなのでしょうか？

皮膚にふれると、皮膚の塩基がそれによって変性するとどういうことが起こるのかな

>>741
あなたはDNAがどのような役割をしているのかわかっているのですか？

>>74
遺伝情報をもってるのじゃないのですか？

後、セントラルドグマの中心的な役割とか

少しはわかっているんじゃないの。
じゃあ、DNAが変性したらどんなことになるのかも、自ずとわかるでしょ。

>>744
様は、タンパク質が変性するんですよね。エチブロは発がん性物質ですよね。

で、実際どんな風に変性してるのかが知りたいのですが分子レベルで。
変性ってのは、アデニンとかの塩基が溶けるみたいな感じになるのかな
皮膚が解けるというより、体細胞にしみこんで反応？

あーあ、誰か何とか言ってやれよ

釣られるなよｗ

ネタとしても、よくそんな表現を思い付くもんだと、感心する。

わかってると思うけど、マジで釣りじゃないですよ・・・
そんなにオカシイこといってるのかなぁ

２、３年前に我がラボに家政科出身のアルバイトのお姉さんがやってきた。
ちょうど君のような表現をするような人だった。
すぐに辞めたけど。

>>745
君は誰だ！

エチブロはDNA二重螺旋の間に挟まる。インターカレーションという。
つまり、完全に変性した一本鎖DNAやRNAはエチブロで染まらない。
現実的には一本鎖であっても部分的に二本鎖構造をとるので若干染まる。
1本鎖RNAが同じ塩基数の二本鎖DNAより薄く染まるのはこのため。
例えば、100bのRNA＜50bpのDNA
発ガンについては、DNAに作用するからなんとなく危なそうと疑いを指摘
されているだけで、まだ実証はされていない。
もちろん危険性は否定できないのでグローブを着用するなどの用心が必要である。
しかし大した事ないと素手で実験するヤツが日本人に多い。
危険性の疑いのがあるケミカルの扱いについて日本ではほとんど教育が
なされていないのが現状。自分の身は自分で守れ。以上

>>727
電気泳動でみえるバンドは同じ分子量の分子がたくさん集まり
色素によって可視化される。
例えば1ngに相当する100bpのDNAのバンドは、おおよそ１０の１２乗個の分子
のあつまり。
逆に100bpのDNA分子１個の重さは1ng÷１０の１２乗の重さしかない。

分子量は100bpに相当し、バンドのDNAの重さは1ng。
アプライ量を変えると「バンドのDNAの重さ」は変化するけど
分子量は変わらないので、分子量によって移動度が変化する電気泳動の
バンドの位置は基本的に変化しない。「バンドのDNAの重さ」はバンドの
濃い、薄いに影響する。ただ、ゲルの網目構造が詰まってしまうほど大量の
サンプルを泳動した場合はバンドの位置が変わることがある。

EtBrでインターカレーとするとミグレーション速度が落ちる。

ま、何にしても、あなたの研究を人類の役にたててくださいね。

>発ガンについては、DNAに作用するからなんとなく危なそうと疑いを指摘
>されているだけで、まだ実証はされていない。
へー、そうなんだ。癌現性試験なんて簡単だと思うのにね。
評価機構あたりでやっているかと思ってた。

制限酵素地図と模式図はどうちがうのでしょうか？？

電気泳動の際に、アプライする試料に緩衝液をいれますよね
あれは一体なんんためなんでしょうか？
反応をよくするためかな　なぜ反応がよくなるかはわからないけど

>>756
試験自体はかなり昔に行われている。
陰性対象と比べて有意差が出なかったと聞いている。
詳しい実験方法まではチェックしていないので、
妥当な試験だったかどうか、他の方法を試す必要があるかどうかは
私自信は分からない。

>>757
模式図って何の？　制限酵素地図は模式図ではないの？

質問者くらいはHNつけてほしいな。誰が誰なんだか？？

もう一つお願いします。

Blend taq
dNTPs mixture
って何であって、何のためにPCR反応のためにいれるのでしょうか？
入れなくてはいけないのかな

前者はPCR用酵素とのことですが・・・

>>759
はい、すみません。

増幅産物の模式図です。
制限酵素地図＝模式図なんでしょうか？

>>757
増幅産物とはPCRの増幅産物？
だとすれば、制限酵素地図とは関係ないのでは？
一緒に図に示すことはあるよ。
鋳型DNAを一番上に棒状に書いて制限酵素の切断位置を書き込む。
これが制限酵素地図。その下にPCRで増幅した部分を短い棒で示せば
増幅産物の模式図になる。いずれにしても位置関係を視覚的に把握
するためのものです。

>>758
間違ってはいないから「PCR」「原理」でググってくれ

制限酵素の制限性を使ってDNAを増やしたいのですが、
そんなことは可能でしょうか。

>>755
すでに役立ってるから安心してくれ。研究費＋給料分を遥かに超え
ていると思うよ。755はどんなことで人類に貢献している、
または貢献するつもりなのかな？　是非がんばってくれ。

>>759
レスさんくす。
試験で有意差がなかったんですか。エイムス試験なのかな？
とりあえず思っていたより安心して使えるわけですなぁ。
まあ、RIと同じで気をつけるに越したことはないだろうけど。

>>763
意味がわかりません。

えー娘。試験ならサイバーグリーンのカタログに出てる．
エチブロよりも，ほらこんなに安全ですよって．

2000年か2001年にＦＤＡで発ガン試験する予定って
1998年頃に読んだＭＳＤＳに出てたような，，，
はっきり覚えてないから誰かフォロー汁

>>762
ありがとうございます。
模式図＝制限酵素地図の一部分ってことになるのかな？

それと、最初思った板のは
制限酵素地図って、○書いた感じのやつじゃないのでしょうか？
スーパーコイルっていうのかな？　あるプラスミドベクターのどこを切ったとか丸書いてとか

配列分かってる今だと制限地図書くって意味すらわからんかもね。

>>767
サイバーグリーンってエチブロと比較して感度良いらしいけどどうですか？

＞＞７６９
あれはよいものだ

>>767
サイバーグリーンとエチブロのコスト比較をすべし。
以前はシャレにならないほど高かった。
サイバーグリーンは先染めできるの？　エチブロは後・先両方OK
厳密に分子量出す必要がなきゃ、後染めは時間のロス。
1ng以下のバンドを検出する必要がある場合は使えば。
他にメリットあったら教えて。

なんか皆からちがうレスが返って来る・・・

答えがわからないよ〜

>>767
答えなんて最後はみんな自分で決めるんだ。
泣き言なんか聞きたくない！
藻前が踏み入れた戦場はリアルにツライところだぞ・・・・。
藻前は間違っても前線（院）には行くな。

>>773
ﾊｱ？

答えって自分で決めるものなのか？
今まで実験してきたのは無意味ってことにつながるぞ

まぁ、選択肢はいろいろあるが、最終的には自分で見つけるものじゃない？
絶対的な教科書なんてないし。
過程はどうあれ結果出した奴が正義な世界ですよ。

>>771
重要な要素を忘れてる。ウリは安全性だね。

>>767
君だけのためのスレじゃないんだから当然です。
その傲慢さと無知さがうざいですよ。

>>778
どこに対していってるのか・・・・

>>773
増幅産物の理論値ってどうやってだすの？？

だから、ミューピッドブルーどうよ？
なんか、特定のゲルじゃないとうまく染色できないらしいけど。
感度やコストパフォーマンスはどうでしょう？
別の研究室の後輩曰く、
うちの研究室にはエチブロのしぶきを飛ばし、
紫外線を裸眼で見ようとするアフォ学部生が時々いるので、
安心といえば安心だそうだ。

変性ゲルや普通のアガロースゲル中で、RNAはEtBrで染まるやん。
なんで？

>>777
安全性ね〜。メーカーのいうエチブロより安全っていう根拠は何なん
だろうね。知っている人いたら教えて。
どちらにしても慢性毒性はみてないだろうから臆病な私は手袋、
保護めがね着用です。お互い年とってもなにも問題ないといいね。

>>782
部分的に２本鎖構造をとっているからと考えられる。
RNAの場合、エチブロで染める前に洗いが入ると思うけど、
これは変性剤を抜いてRNAに２本鎖構造をとらせ、エチブロで
染めやすくするため。

>>783
俺もそう思っていたんだけど、いつかの日本の雑誌で（実験医学とかそういうたぐいのね）
で、loading bufferに直接エチブロ加えて染まるっての載っていたんだよね。
ま、変性剤入りのゲルでも完全に変性はしてないってことなんだろうね。
RNAの電気泳動の話ね。

EtBrってプラスからマイナスに流れないか？
ウエルにサンプルとEtBrを同時に入れるってあまり聞かない。
プラス側にEtBrを足すのはよくやるけど。

>>785
うん、そうなんだけど、実際やってみたら意外とうまくいったんだよ。
だから多分、エチブロと核酸との結合ってのは電場がかかっても外れない強度なんだよね。

Northernの時にはよく使われる手ですよね。ただしmarkerとの対応がずれるのでmRNAのsizeの見積もりの時にはやらない方が良いですけど。

電気泳動から、個人のＤＮＡから個人識別ができるようなことってどうやってやるのでしょうか？

>>788
無茶なこと言うなぁ。もし考えるとすれば
遺伝子多型が見られる箇所をうまい具合にプライマー組むことか。

まぁ、できないと思うけど。
PCRだけなんて言わないでシーケンスやサザンくらいしたら？

DNAで全部わかるって
典型的な幻想だな

>>788
MCT118やHLA-DQでググれ。
DNAの全配列を読んで、１個人の識別をしているわけではない。
他の多型と組み合わせると「確率的」に個人の判定ができる。

ＲＦＬＰのことだろ

>>792
実用化されているのはRFLPではありません。
もちろん、RFLPでも原理的には可能ですけど。

主にTandem Repeatの回数違いを断片長でみてるだけです。

RT-PCRした産物を泳動したら必ず増幅バンドの下に薄いバンドが見える。
なんで？
どのプライマーセットでもそうだから非特異的増幅でないことは確か。

泳動が乱れてるだけじゃねえの？ゲルとバッファーの濃度が微妙に違うとかして。

それはTBEの濃度がゲルとバッファーで違うってことか？

>>794
それは違うんじゃないか？
バッファーの濃度が違う場合、バンドがグニャリと曲がったりすることはあっても
二重になったりはしないと思う。

>>795

例えば、ＴＢＥを１０Ｘを薄めて作ったとき、よく攪拌しないで使うと
バンドがグチャグチャになったりするけど、そういうことでは？

確かに俺10×TBEが少し析出した状態で使って20分の1希釈したから、
その可能性が高いね。
基本的にTBEはやっぱり5×で作るべきだね。
欲を出しすぎた。

変性して一本鎖のままのDNAとか。マーカーは二重に見えないでしょ。

>>794
それはただのRNAのカス

>>794
ゲルをエッチ風呂で染めると
ゲルの表面のほうが染まるでしょ。

泳動しててゲルの上と下で
移動度が違うことがあって
ほんとは1本なんだけど上の下の部分が染まって
バンドが2本のように見えたことがあった。

>>798
ＴＢＥの塩が析出したら
オートクレーブはお約束でしょ

10XでもOK？

おはようございます
10ｘです

あと，10ｘＴＢＥを入れとくメジウムびんは
”析出癖”がつくので，
洗うときこまめに蒸留水だけ入れてオートクレーブしとくといいよ．
そのかわり洗剤で洗う必要はない．

2次元電気泳動、うまくいくコツは？

今日、ミューピッドでTAEバッファー、２％アガロース、50Vで
電気泳動していたら、
バッファーが60度くらいに熱くなって、
電源装置のヒューズがぶっ飛んだ。
一応、バンドは見れたけど・・・・・
何がいけなかったんだろうか？
バッファーの組成をまちがえたのかな？

最近、TAEアガロース電気泳動でDNA/RNAともにサンプルがウェルに詰まって
流れない（染色するとウェルが激しく染まることからわかる）ことが続いてる。
バッファ作り直したりアガロース変えてみたりやってるけど・・・
以前と同じようにやってるのに・・・
特にRNAのときなんか変性してるのになんで詰まるんだろう。
ダイだけは全量正常に流れてるしなぜかマーカはいつもどおりキレイに流れる。
ちなみにサンプルはTEに溶かしてたり水に溶かしてたり
ゲル濃度の典型は1%。
それが原因じゃないみたい。
以前はまったくそんなことなかったのに。

>>806
フューズが飛ぶのは過電流だから
短絡かバッファーの濃度が濃かった（あるいはバッファーの種類が違った）しかない。

最近、TAEアガロース電気泳動で -> 最近、TAE/TBE双方のアガロース電気泳動で

>>807
ひとりごと？

>810
お前がだろ

いや俺だ

>>807
ローディングするときの組成変えてない？

>>811
意味わかんない

確かに独り言だなｗ

>>807
じゃあ後はdyeだろう？

>>807
サンプルに入れたキャリアがシャケDNAだとか。

スタッキングは泳動槽を冷やすと緩和する．
電圧を下げるのもよい．
あと，核酸溶液に多糖類などがコンタミしているとよくスタックする．

冷えてるゲルにアプライしてもスタックするわな

SDSサンプルバッファーで核酸流してるとか

おいおい。
解決に至る答え書けよな。

何打お前は、詩ね

アタマ使って調べるのも研究の一環だ。
こんなとこで質問して手軽に答えを求めてると、ろくな研究者になれないぞ。
もしあなたがテクなら、尋ねる相手を間違えてる。

まあ、あなたがまともな研究者になれなくても知ったこっちゃないので
独り善がりな、ありきたりの回答をひとつ。
うまく行かないときは

1 ダイを変えてみる。
2 核酸抽出につかう試薬を替える。

新しいバッチの試薬は危険なので、前のバッチを残しておいて
コントロール用にすると問題を特定しやすい。
まあ、ココの問題は1の線が濃厚そうだが…

ラボで上手く行ってる奴の試薬を借りて、それで問題が起こらないようだったら、一つずつ試薬を入れ替える実験をしてみるってのをやってみては？

807＝821は低脳なくせに横柄だな

ＲＦＬＰ時代からの伝統で
ｄｙｅにＳＤＳ入れるってのよくあるよね
酵素反応を止めるという意味合い

タンパクのコンタミには有効と思うよ
意図しない「ゲルシフトアッセイ」みたいなのは解消する

でもチップにまとわりついてアプライしにくい

おいおい。
解決に至る答え書けよな。無能

はぁ、レベルの低い釣り文句にも飽きたな…

正しく回答できない無能がﾌﾟﾙﾌﾟﾙすんなよ。

プルプルしてますが何か？

どうなったら解決？

自分の分野なのに答えられないと質問者を罵倒しに走るというのは
便所の落書きちゃんねるのどこの板でも同じなんだなあ。

自演乙彼

自演じゃなくて本人だよ、アホ。
早く「正しい」答えくれよ。

自演＝本人

ということだが。アホか。
さらに自供までしちゃったおまえは救いようのないアホ。

ﾜﾛﾀ

>>835
まあまあ、そんなことどうでもいいから
早く正解くれよ。

ﾌﾟ

>>838
そんなことどうでもいいから的外れでない答えをくれよ。

なんだコレ・・・

何打 お前

で
問題は何でした？

自演行為

↑バカ
↓アホ

gaya

ブルーネイティブPageっていうのご存じないですか？

ご存知です

是非是非教えてください！

何を？
プロトコルならそこらに転がってるし・・・
別に手としては新しいものじゃないよ。確かに俺が学生のときはそんな呼称はなかったけど。

一応シェーガーらのプロトコルだけ張っておくから、何か不明点があったらどうぞ
（そもそも単純だし、このとおりにやればいいから、ないと思うけど）

http://164.67.60.203/simpsonlab/images1/blue.html
http://www.immunbio.mpg.de/groups/reth/res/research_methods/BN_page2.htm

有り難うございました。

iMyRunはいいねえ
でも買わネ
９６サンプル泳動できるやつ４台もあるんで

96も一気に流すことなんて少ないからMupidで十分だい！
ライブラリをモンタージュで抽出して96穴泳動は早そうだな

今どきmupidなんか使ってるのか

すみません
アガロース-AGEは
DNA含めRNAなどの核酸の分子量を測るのですよね？
で、SDS-PAGEは
タンパク質の分子量を測るのですよね？

アガロースゲルでは、バンドに現れた大きさによってDNA量もかわりますよね
SDS−PAGEでは、バンドに現れた大きさによって分子量も変るのでしょうか？
う〜んと、例えば
原液と希釈液のバンドを見ると、バンドの大きさは違いますよね
これって、アガロースゲルの時みたいに分子量も違うのでしょうか？

謎の御発言

>>855は化学と現国の受験勉強をやり直したほうが良いかと。

そんな言い方はないだろ。
自分でやったことないからイメージがつかめないだけじゃん。

>>858
イメージをつかむ以前の話だろ。

だからイメージがつかめないつってんじゃん。

>>855
どっちの泳動も分子量を大まかに見れるし、含量も大まかに見れる。

ということを踏まえてもう一度分かりやすく質問してくれ。

そこですわ

>855
>アガロースゲルでは、バンドに現れた大きさによってDNA量もかわりますよね
>SDS−PAGEでは、バンドに現れた大きさによって分子量も変るのでしょうか？

バンドの太さによって、DNA量は変わるだろうが、
バンドの太さで分子量は変らないんじゃないか？

「スーパ・プロテイン」をアガロース電気泳動したよ。

あほばっか

ゲル切り出しで効率のいいキットありますか？
ライブラリー作製で使います。

ゲル切り出しじゃなくてゲルからの核酸抽出じゃないのか？
切り出しなんかキットじゃなくてナイフでいいだろう？

おまいらおもろい！

858 ：名無しゲノムのクローンさん ：04/07/18 00:22
そんな言い方はないだろ。
自分でやったことないからイメージがつかめないだけじゃん。


859 ：名無しゲノムのクローンさん ：04/07/18 01:34
>>858
イメージをつかむ以前の話だろ。


860 ：名無しゲノムのクローンさん ：04/07/18 06:55
だからイメージがつかめないつってんじゃん。

>>866 抽出すべきDNA断片の長さによる

＞＞８６９
待て。
抽出じゃなくてゲル切り出しなんだが。

>>866が不適切な言葉遣いをしているだけでしょ。ってマジレスしてる俺って…

切り出しはナイフじゃできないのか？

ジェル・スライサというのを使ってる。
短冊にしてくれるぜ。

肥後の守とか。
サバイバルナイフとか。

俺はカミソリがお気に入り。

すみませんでした。
ゲルからの核酸の回収でいいキットありますか？

その後の用途次第じゃないか？
少量でよければ遠心するだけでも十分だし。

ProK ってエタ沈で除けますか？

>>875
だーかーらー、>>869って言ってるだろが

あと，
値段と使う頻度も考慮．

めったにしないのなら安くて面倒でもよい．
しょっちゅうするなら高いのはかなわん．

結局安いのを買えってこってす．

＞877
フェノクロしないと無理じゃないか？

＞877

俺もそう思う。
エタ沈でDNAと一緒に塩析するんじゃないか？

＞877
ゆでりゃいいじゃん
どうせＰＣＲのテンプレにするんだろ

Pro Kって変性温度は何度？

うちのProf Kなら２５℃ですが何か？

K 教授も体温低くて大変だな

え〜と、SDS−PAGEはタンパクの分子量を測りますよね
　　　　アガロースGEは、核酸のDNAないしRNA量を測りますよね（分子量はだめというか違う）

そこで、アガロース電気泳動は、バンドの位置もそうだけど大きさによって、DNA量変りますよね
で、SDS−PAGEは、バンドの大きさによって分子量が変るのか？　ってことなんですが・・・

いうならば、何かのタンパクを含む
原液と希釈系列のバンドの位置は同じだけど、大きさは違いますよね
SDS−PAGEの場合、バンドの大きさはどうでも良くて、位置だけ見れよいということなのでしょうか？

バンドの大きさは違うのに分子量がちがうって、なんか変だと思うのですが

えーっと。

ごめん他の人お願い！

>>886 あんたこのネタで何度も書き込んでるだろ。何か勘違いしてるみたいだけど、言葉遣いが曖昧だから誰もまともに答えられないんだよ。
SDS-PAGEでタンパク質の分子量も量も測れるし、アガロースGEで核酸の分子量も量も測れるよ。どちらの場合もバンドの位置（移動度）で分子量を、バンドの太さで量を測る。

バンドの太さで測るわけないだろ。
バンドのデンシティで測るんだよヴォケ。

あー、もちろん太さはおかしいけど、>>886にそんなこと言って通じると思うか。>>886がバンドの「大きさ」って言うもんだから、それはバンドの濃さx太さ（あんたのいうデンシティ）とも取れるし、移動度とも取れるんで、そこをはっきりしようとしたつもりだった。
でもデンシティってのもおかしかないか？

あー、もちろん太さはおかしいけど、>>886にそう言って通じると思うか。>>886がバンドの「大きさ」って言うもんだから、それはバンドの濃さＸ太さ（あんたのいうデンシティ）とも取れるし、移動度とも取れるんで、そこをはっきりしようとしたつもりだった。
でもデンシティってのもおかしかないか？

おかしくない
デンシトメトリというのは「デンシティの測定」という意味

デンシティってのは「点」の値だから、タンパク質量にしても核酸量にしても、「デンシティＸ面積」で測るんでしょ。

↑のＸは積分のつもり。

So what?

「太さ」が不十分なら「デンシティ」も不十分だ、と

で、電気泳動ではモノを分子量に従って「分ける」だけで、定量は定量方法
に依存するってことは誰も指摘しないのか？

良い指摘だ。しかし相手が>>886だからな。

生物板の
浅田美代子に
何を言っても無駄

>>866=>>886
ほんと、何回読んでもわからない日本語だな。つーか、実は縦読みか？斜め読みか？
なんかの暗号か？　と思いたくなるな。釣りにしても意味わからんし。
そろそろ正解教えてくれよ。

話はそれるが
DNAは泳動で見るに限るよね

そのままＯＤ計ったって
偽バンドやスメアあるかもしれないし
うまく薄めてバンドが灰色になるように写真を撮れば
結構定量性もあるし

>>900
何度も読むなんて
あんた優しいやつだな

>>901 alkali-lysis→RNaseA→EtOH pptnのDNA prepのODを測って濃度を決めようとしているポスドクを見て、どう突っ込んで良いか正直分からんかった。

>>903
ん？

生物板の西村知美か？

>>901
一般的には両方やります。

一般的
の定義にもよるけど
泳動だけの半定量１万回
ＯＤ測定１０回
ぐらいです，うちでは

感度が問題になる実験で
ペーパーにアプライ量を明記するときだけかな

あとは「約」ですますよ

SDS-PAGEの希釈系列を用いてバンドを見比べると、バンドの大きさが違うのは
分子量が違うってことでしょうか？　タンパク質の量がちがうってことでしょうか？

量がちがうってこってす

答えようのない質問ばっかり続いたので
ここらで知らんぷりして質問して誰かに答えさせて
まとめようという意図が見えるが
それならそれでこっちも乗ってやろう

もしもカマトト君じゃなくて
ほんとに希釈系列泳動して
バンドをその目で見て
直感的に理解できないのなら
研究やめたほうがいいっす

>908 の質問は
自販機に違う硬貨を入れて投入額表示を見比べると、その数字が違うのは
金額がちがうってことでしょうか？
ということと同じ

だから866と886は（ｒｙ

より分かりにくい例えですな。

どうも同じレベルの人ばかりっぽい

馬鹿と意地悪が巣食うスレ

馬鹿と馬鹿かもしれんぞ　案外

SDS-PAGEの希釈系列を用いてバンドを見比べると、バンドの大きさが違うのは
分子量が違うってことでしょうか？　タンパク質の量がちがうってことでしょうか？

おせーて

>>915
>SDS-PAGEの希釈系列を用いてバンドを見比べると、バンドの大きさが違うのは
>分子量が違うってことでしょうか？
>タンパク質の量がちがうってことでしょうか？

タンパク質の量が違うってことです。タンパク質のg数が違うってことです。
もう、身近な先輩に聞いてください。
レス数が900を超えています。1000を超えると表示できなくなるよ。

>>917
ありがとうございます。
ということは、分子量は同じということでしょうか？

分子量が同じなのにタンパク質の量がちがうっておかしかないですか？
元素を見ても、分子量が同じであれば質量も同じだと思うのです

>>918
>ありがとうございます。
>ということは、分子量は同じということでしょうか？
>分子量が同じなのにタンパク質の量がちがうっておかしかないですか？
>元素を見ても、分子量が同じであれば質量も同じだと思うのです

希釈系列を作ったのだから、それぞれのレーンに含まれる
同じ分子量を持った同じタンパク質分子のmol数が違うために、
バンド当たりのタンパク質の量(g数)が違って、バンドサイズの大きい小さい
といった違いが生まれるのです。
実際の泳動写真でも見ながら説明しないと理解してもらうの無理ｯﾎﾟ･･･
やっぱ、身近な先輩に聞いてくらはい

>>919
どもです。
聞く人が身近にいないのです。

で、
ClでMwは35ですよね。
これでいうなら、分子量は35です。それを水で希釈します。
すると、原液はMw35 ２倍希釈だとMw35
で、原液の濃度は1だとすると　２倍は0.5ということでしょうか？

しかし、水のMwは18です。
希釈するやつほど、水のMwが加算されて希釈したほどMwが多くなるのではないのでしょうか？

これだけ釣れれば十分だろ！
もう勘弁してくれ本当にごめんなさいもうむりぽ。

もうどうせ１０００行っちゃうから、sage進行で行けば
迷惑かかんないかな？
ところで、
>>920さんは文系なのに、理系の人が来るような会社に就職しちゃった人？
正直、高校の化学と大学の生物系研究室の内容を同時に説明するような
気分ですｗ

>>922
まぁ、それに近い状況です。
本当、分からない。ただ理解するだけなら分かるけど、深く理解しようとすると分からない。
こんなことは、他にも山ほどあるんですけどね。

で、何がおかしいんだろうか

何故誰も「お前の頭がおかしい」と突っ込んでやらないんだ？
そういう突っ込みを待ってるんだろ?>>923

>>924
んなこたーない

PAGEで

分子量マーカーと同じバンドにでたサンプルは
中に同じものがあるのですよね？

電気泳動の写真を絵に描いてみました。
タンパクの泳動に関しても、大体同じような理解をしてください。
ttp://www2.dokidoki.ne.jp/planetx/cocoro-test/img-box/img20040801182637.gif

>>624さん
>PAGEで 分子量マーカーと同じバンドにでたサンプルは
>中に同じものがあるのですよね？

分子量マーカーと同じ位置（真横）に出たバンドというのは、
基本的に、同じ分子量を持ったタンパク質というだけで、
同一のタンパク質だとは言えません。
同じタンパク質だぁ！と言うには、タンパク質分解酵素で処理して
分解されたタンパク質の断片のサイズを比較したり、
抗体を使ってみたりしないとダメじゃないかと思います。

917さんよ、あんたなんていい奴なんだ・・・
俺は感動した。

>>926
面白いこと言うね。

例えば、100個のアミノ酸でできたあるタンパクと同じアミノ酸組成を持つ
違う配列のタンパクの可能な数について考えてみるといいよ。
ロイシンとイソロイシンが入れ替わるだけでも同質量の別のタンパクに
なるんだけどね。

>>927.929
でも、マーカーによっては
あるタンパクのレーンがあるとします。
で、サンプルの中にはそのタンパクが入っているとわかるとします。

で、同じ位置にバンドが出たら同じものがあると考えてはだめなのでしょうか？


というか、本当に分子量だけしかわからなかったら
考察とかって、あんまできないですよね？

あるタンパクのバンドでした（レーンの中の）

>>930, 931
>で、サンプルの中にはそのタンパクが入っているとわかるとします。

分かってる場合は別です。その場合は、同じタンパクだと言えますよ。
普通の実験では、未知のタンパクなり、マーカーと違うタンパクだと
分かっている場合が多いので。
あと、タンパクを泳動するだけじゃなくて、そこから色々な実験を
するので、考察はできなくてもそんなに気にしなくていいと思います。
原理的には、タンパクのサイズと量を見る程度しかできないと思います。

>>932
親切にありがとうございました。

まだ疑問があるのですが、
SDS-PAGEですが

タンパク質は、一般に負に荷電していますよね
そこで、SDSを結合させると、タンパクが持っている電荷はSDSと結合することによって
ほとんどが打ち消されますよね。
だから、泳動する時のタンパクが持つ電荷の量は、結合したSDSの量によりますよね。

つまり、分子量が大きいほどSDSが基本的にたくさん結合して電荷も大きくなり
分子量が小さいと結合する部分が少なく、電荷も基本的に小さくなりますよね

ということは、電荷が大きいほど移動度も大きくなるのではないのでしょうか？
けど、実際は泳動距離は短いですよね。

それは、アクリルアミドを重合させてポリアクリルアミドを断続的に全体に作らせ
そのポリアクリルアミドの間、つまり分離ゲルのふるいにかけられる際、
大きなポリペプチドのタンパクは、ふるいにかけられ移動度は短くなりますよね

でも、これだと電荷の意味は一体何ののでしょうか？
あと、濃縮ゲルがタンパク質を濃縮するのって、何の意味があるのでしょうか？
分離能をあげることは分かるのですが、方法じゃなくて、なぜに濃縮するとあがるのでしょうか？

ＰＣＲかけたまんまのプレートを
そのままセットしたら
自動でちゅーっとサンプル吸い取って
泳動して結果出してくれる装置って
開発してくれないかな

>>934 もうあるよ。

>>933 釣りでないなら一から勉強した方が良いと思う。short answerはＦ＝ｍａだから。

>>935
それって、ゲルの電荷の公式のやつでしょ
釣りではないです。マジです

Ｆ＝ｍａは運動方程式だ。分子量が２倍になればSDSによる電荷は２倍になるか
ら、一定の電場から受ける力も２倍になる。ｍもＦも２倍になれば加速度ａは一
定だから、溶液中ならばタンパク質は分子量によらず同じ速度で泳動されるは
ず。そこにゲルの分子ふるいの効果が加われば分子量で泳動度が変わることになる。

プールに電荷かけたら北島ももっと速くおよげるね　ビビビッと

北島って負に荷電してるのかな？それとも正？

>>939
北島は男だから陰陽道でいうと陽。すなわち正だろうな。
よって答えは「遅くなる」

>>938
残念でした。

じゃあ電場を逆にかければ完璧じゃん！

でもいっしょに泳いでいる人も、みんな速くなっちゃうから。

北島だけ4xSDSで

水着をSDS処理だ！

SDSは、ぬるぬるするよ。

界面活性剤だからね。
............海綿活性剤じゃないよ。

ちなみに北島はターンするぞ

北島二個目の金メダルおめでとう

アガロースゲルマン
　　　 　.＿＿
　＿＿ﾉ・∀・ハ　　やぁ
　|ヽヽ|￣￣´ン

染色した後のゲル（アガロースゲル）の保存ってどうしてますか？
市販されているゲルドライヤーを使うほかに乾燥させる方法ってあります？

今日ｴﾁﾌﾞﾛに漬かっちゃったよ・・・

>>950

セロハン紙に挟んで枠に嵌めて風乾

H風呂

>>952
それキットのやつ使ってるけど、
グラジェントゲルで白くならず割れないテクニックない？
自分が下手なだけかな・・・

>>952
割れずに乾燥する方法知りたい・・・
いつも割れちゃって悲しくなります

ゲル乾かす前に5%グリセロール入れる。ゆっくり乾かす。
メタノールも入れてみる。くらいかな？

泳動してるときのﾛｰﾃﾞｨﾝｸﾞﾊﾞｯﾌｧは

クロールですか？平泳ぎですか？

>>956
あ！MetOHは入れてない
やってみます。ありがとう

MetOHって、普通書くかい？ >>958

過疎スレの悪寒ですが･･･

>>933>>937あたりに関連して
なぜ分子量or塩基対数の対数が移動度に比例するかを知っている人いますか？
移動速度に比例する抵抗が加わっているからでしょうか？
物理的に理解したいのですが、数式が記述してある本などを見つけることができません。
どなたか教えてください。

高分子化学の本でも読んだら。

対数とは何か，を理解したら？

そういう問題じゃないことは確かだな

日本語でそういうことを詳しく書いたものはたぶんない。
ゲル電気泳動法の原理の開発当時の原著論文を探して読むのが確実だけど
それでもたぶん物理屋さんが納得できるほど深くは解明されてないよ。
生物の研究にそこまで必要ないし、物理学としては半端でしょ。

だからさ、移動度は高分子のマトリクス内の挙動、すなわち粘性とか荷電の
総和なわけよ。そういうのはゾルとかゲルとか専門にしている高分子化学っていう
物理化学入った領域があるから、そこら辺の読んでみたら？ってこと。

BIO-RADのMini Prep Cellを使い植物から目的のペルオキシダーゼを分取SDSで
分取する実験をしています。　一つ疑問なのが、分取後に等電点電気泳動で酵素の活性
を見るのですが、SDSでタンパクがコーティングされている状態で酵素に活性があるのか懐疑的です。
電荷が統一になっているので、酵素の活性もないと思うのですがどうなのでしょうか？
それとも、流動バッファーで流すときにタンパクに付着したSDSは取れるのでしょうか？

○○を分取SDSで分取する→意味不明

等電点電気泳動で酵素の活性を見る→これがペルオキシダーゼの活性測定法か？

>>967
日本語が下手で申し訳ありません。
実験では分取用のSDSを行っています。SDSでタンパクを分離し、長時間電気を流すことにより
ゲルの最下層から出てきたタンパクを断続的に流しているバッファーで流し取る作業です。
扱っているのが酵素なので、この作業は冷蔵庫の中で、行っています。

実験の目的が植物から1種類のペルオキシダーゼを分離することで、されにPIと分子量が分かっています。
等電点電気泳動では、酵素の死活を確認しています。

精製する前のサンプルにSDS加えて活性見てみれば？

>>968
説明しているつもりだろうが、全く説明になっていない。

>>970
禿同。
>>968
SDSかます時点で、大概のタンパク質は活性なくなるでしょ。
ちゃんとSDS除去のステップ経ないで、酵素の死活うんぬんはナシでしょ。
>>968のカキコから推測するに、
等電点電気泳動でPIが一緒なら活性アリとしているかの様ですが、
PI、分子量が同じでも、タンパク質の立体構造がくずれていたら、
酵素の活性はなくなります。

>>970.971
本当に説明へたですいません（；；

>>971
流す時、サンプルにはSDSは加えますが、メルカプトを加えたり、加熱などのはしません。
タンパクの立体構造を崩さず、流しています。

分取後のSDS除去作業ですが、バッファーで薄めては濃縮の作業を繰り返すことで
SDSが除去されると思っていますが、正しいでしょうか？

>>972
正しくない。

SDSはタンパク質に張り付いて投石なんかでは完全には覗けない。
NP-40で処理したら覗けるという話。
そもそもSDS入れといて本当に構造が壊れていないのか？

活性のあるタンパク質を電気泳動なんかで精製しようとしないで…

>>972 =966
あんた、タンパク質を扱わない方が良いよ。
973さんの最後の一行でＦＡ。

目的産物がパーオキシダーゼという酵素なんだから、酵素活性を測って比活性を求めることが本来するべきことでしょう。
（バーオキシダーゼの活性測定について、知らずに書いているんだが。）
どうして等電点電気泳動が登場してくるんだ？

っていうか、比活性、回収率、精製度、といったタンパク質精製の時に使うタームを知っているか？　

試薬加えるときにいろいろな量を
加えなくちゃいけないから不便なんだよね。
マイクロピペットのダイヤルいちいち回したり、
チップを換えたり…
何か合理的な方法を知っている方、教えてください。

Multi-channel が３本くらいあればELISAもらくちん

Multi-channel が１本でも十分らくちんでしょう＞ELISA

>>976
既製のｹﾞﾙ買えば〜？
ｶﾈないなら面倒でも手を動かせや。


（´-`）.｡oO（こういう手抜きを目指す香具師に限ってなぜこうなるのか？
　　　　　　　という「原理」を知らないｳﾞｧｶだったりするんだよなぁ。。。


手抜きは原理を覚えてからだ。
ちなみに、ダイヤルをほとんど回さずにやる方法は間違いなく存在するが
それは自分で考えろや。

>979
0.1マイクロごとに目盛りを固定したピペットマンを多数用意。